Nanopartículas cargadas de curcumina con transformación de fase inducida por ultrasonido enfocado de baja intensidad como nanoplataforma teranóstica dirigida al tumor y sensible al pH del cáncer de ovario

Resumen

Hemos desarrollado una nanoplataforma simple y versátil usando nanocajas de ferritina sensibles al pH co-cargadas con el medicamento contra el cáncer curcumina (Cur) y perfluorohexano fluorocarbonado líquido (PFH) dentro del núcleo y la molécula FA conjugada dirigida al tumor fuera de la cáscara conocida como FA- FCP. El FA-FCP sintetizado tiene un diámetro medio de partícula de 47 nm, con propiedades fisicoquímicas estables y favorables en diferentes medios, y alta biocompatibilidad y bioseguridad in vivo e in vitro. En las condiciones de ultrasonido focalizado de baja intensidad (LIFU) y a pH =5,0, FA-FCP liberó una gran cantidad de fármacos (53,2%) en 24 h. Después de 4 minutos de tratamiento con LIFU (7 W), FA-FCP proporcionó capacidades de imagen por ultrasonido con contraste mejorado a pH =5,0. Debido a la endocitosis mediada por el receptor de FA, el FA-FCP podría entrar de manera eficiente en las células y reubicarse aún más en los lisosomas. Dieciocho horas después de la inyección de FA-FCP, el tumor fue estimulado por LIFU, lo que resultó en una imagen de ultrasonido con contraste. Los experimentos in vivo e in vitro mostraron que el uso combinado de FA-FCP y LIFU tuvo efectos significativos en el tratamiento de tumores. Con base en los resultados, se concluyó que el FA-FCP combinado con el LIFU externo y el ambiente ácido endógeno puede tener funciones teranósticas poderosas y proporcionar un tipo novedoso de opción teranóstica tumoral no invasiva e integrada.

Introducción

El cáncer de ovario es una enfermedad altamente metastásica y letal con una alta tasa de mortalidad [1, 2]. Como los primeros síntomas clínicos no son evidentes, las células tumorales ya se han vuelto altamente metastásicas cuando se diagnostica a la mayoría de los pacientes [3]. Los tratamientos comúnmente utilizados en la clínica son la cirugía citorreductora y la quimioterapia combinadas, y la tasa de supervivencia a 5 años de los pacientes con enfermedad avanzada es muy baja [4]. Por tanto, es urgente desarrollar nuevas estrategias para el tratamiento y diagnóstico del cáncer de ovario para mejorar la supervivencia global de las pacientes. Recientemente, una nanoplataforma que combina la terapia dirigida y las funciones de diagnóstico por imágenes ha proporcionado una estrategia de tratamiento alternativa para el tratamiento eficaz de los tumores [5, 6, 7].

En los últimos años, la nanoplataforma de respuesta acústica (ARN) se ha utilizado ampliamente en el tratamiento de tumores y la investigación diagnóstica [8, 9]. El ARN generalmente se diseña como modelos de microburbujas (MB) o nanopartículas (NP) [10,11,12]. En comparación con los MB, los NP tienen un tamaño de partícula más pequeño, una mayor permeabilidad, un ciclo farmacocinético más largo, una mejor estabilidad y una capacidad de modificación de la superficie más sencilla [13]. Los diferentes tipos de fluorocarbonos líquidos transformables en fase, como el perfluoropentano (PFP), el perfluorohexano (PFH) y el bromuro de perfluorooctilo (PFOB), se utilizan comúnmente para lograr la capacidad de respuesta acústica [14, 15, 16, 17, 18, 19]. Estos fluorocarbonos líquidos podrían producir burbujas, o incluso estallidos, a través de los efectos de vaporización de gotas acústicas (ADV) bajo estimulación de ultrasonido enfocado externo. Este proceso proporciona al ARN capacidades mejoradas de contraste de ultrasonido. Entre estos fluorocarbonos líquidos, el PFP tiene un punto de ebullición bajo (29,2 ° C) y es propenso a la gasificación en el cuerpo, lo que lleva a una embolia gaseosa; El PFOB tiene un punto de ebullición muy alto (144 ° C) y requiere ultrasonidos de intensidad ultra alta para desencadenar cambios de fase líquido-vapor. Por lo tanto, el PFH se considera un material de transformación de fase ideal con un punto de ebullición de 56 ° C. Sin embargo, el PFH es hidrófobo y es una buena idea encapsularlo dentro de las nanopartículas para hacerlo soluble en agua. En la actualidad, se han informado varios materiales, tales como liposomas, PLGA, mesoporoso orgánico, polímero orgánico, etc. para encapsular fluorocarbonos líquidos [20, 21, 22, 23, 24]. Al mismo tiempo, estos portadores pueden cargarse con fármacos contra el cáncer para permitir que el ARN tenga funciones quimioterapéuticas y muestre la capacidad de liberación de fármacos con control acústico [16, 19]. Aunque se ha informado que estas nanoplataformas acústicamente sensibles exhiben buenas capacidades de integración de tratamiento y diagnóstico de tumores, la biocompatibilidad de los nanoportadores sigue siendo una preocupación para la transformación clínica. En los últimos años, las nanocajas de ferritina sin hierro se han utilizado ampliamente como vehículos de administración de fármacos porque son proteínas endógenas y tienen una sensibilidad significativa al pH [25, 26, 27]. Pueden descomponerse en ambientes ácidos y volver a ensamblarse en ambientes alcalinos. Esto hace que la ferritina sea altamente biocompatible y le proporciona una capacidad de carga y liberación de fármaco controlada.

En este estudio, la ferritina se utilizó como vehículo para cargar tanto PFH como curcumina (Cur) y modificar la molécula de orientación específica del tumor FA en la superficie de la proteína para obtener una nanoplataforma multifuncional (FA-FCP). La curcumina es un polifenol natural, que se extrae de la cúrcuma y se ha informado que tiene efectos anticancerígenos favorables; sin embargo, su solubilidad en agua es pobre [28,29,30,31]. FA-FCP mejora la solubilidad en agua de PFH y Cur, tiene una alta estabilidad fisiológica en diferentes medios y tiene una biocompatibilidad y bioseguridad favorables in vivo e in vitro. En las condiciones de LIFU y a pH =5,0, FA-FCP libera una gran cantidad de fármacos en 24 h (53,2%). Después de 4 min de tratamiento con LIFU (7 W), FA-FCP a pH =5,0 proporciona imágenes de ultrasonido con contraste. Debido a la endocitosis mediada por el receptor de FA, el FA-FCP puede entrar fácilmente en las células y reubicarse en los lisosomas. Dieciocho horas después de la inyección de FA-FCP, el sitio del tumor fue estimulado por LIFU y el tumor mostró imágenes de ultrasonido con contraste. Los experimentos in vivo e in vitro han demostrado que FA-FCP tiene un efecto significativo sobre el tratamiento de tumores. Estos resultados demostraron que la ventaja del direccionamiento no invasivo, mediado por ligando / receptor, la transición de fase desencadenada por LIFU o incluso la voladura, y la liberación precisa del fármaco hacen del FA-FCP una nanoplataforma teranóstica de tumores prometedora.

Materiales y métodos

Materiales

Se adquirieron ferritina (FRT), ácido fólico (FA) y perfluorohexano (PFH) de Sigma (St. Louis, MO, EE. UU.). La curcumina (Cur) se adquirió de Aladdin Industrial Corporation (Shanghai, China). NH ₂ -PEG ₂₀₀₀ -FA y NH ₂ -PEG ₂₀₀₀ -COOH fueron suministrados por Xi’an Ruixi Biotechnology Co., Ltd (China). 1-etil-3- (3-dimetilaminopropil) carbodiimida (EDC) y N -hidroxisuccinimida (NHS) se adquirieron de Thermo Fisher Scientific (Waltham, MA, EE. UU.). Cell Counting Kit-8 (CCK-8) se obtuvo de Dojindo Laboratories (Kumamoto, Japón). El medio de Eagle modificado de Dulbecco (DMEM), la solución salina tamponada con fosfato (PBS), la penicilina-estreptomicina, la tripsina-EDTA y el suero fetal bovino (FBS) se adquirieron en Gibco (Grand Island, NY, EE. UU.).

Preparación de FA-FCP

Para preparar FA-FCP, en primer lugar, se disolvieron 10 mg de FRT en 10 ml de agua. Se disolvió un total de 10 mg de Cur en 0,3 ml de DMSO. Los dos tipos de soluciones y 1 ml de PFH se mezclaron en condiciones de pH 5,0 y se sometieron a ultrasonidos en un baño de hielo durante 30 minutos. Después de eso, el valor de pH de la mezcla se ajustó a 7,4 para obtener FRT cargado con Cur y PFH (FCP). En segundo lugar, la molécula objetivo FA se conjugó covalentemente con FCP mediante el método de carbodiimida [8]. En resumen, 5 mg de NH ₂ -PEG ₂₀₀₀ Se añadió -FA a la solución de FCP anterior con la presencia de EDC (5 mg / ml) y NHS (20 mg / ml). Después de 3 h de reacción a temperatura ambiente con ligera agitación, la mezcla se purificó mediante diálisis frente a agua destilada (corte de PM =12 kDa) durante 24 h, dando como resultado FCP conjugado con FA (FA-FCP). La relación de carga de Cur fue detectada por un espectrofotómetro UV-Vis a 426 nm y se calculó como (A _a −A _b ) / A _c , donde A _a , A _b y A _c representan el peso de FA-FCP, FA-FP y FA-FP, respectivamente.

Caracterizaciones

Los tamaños y potenciales zeta de las nanopartículas fueron probados por un Zeta Sizer (Malvern, NanoZS, Reino Unido). La morfología de las nanopartículas se observó mediante microscopía electrónica de transmisión (TEM, Hitachi, Japón) y microscopía de fuerza atómica (AFM, Agilent Technologies 5500LS, Chandler, Arizona). La captación celular de las nanopartículas se detectó mediante microscopía de barrido láser confocal (LEXT OLS4100, Olympus, Japón) y citometría de flujo (BD, Franklin Lakes, NJ). Los espectros de absorción se adquirieron mediante un espectrofotómetro UV-Vis (UV1800, Shimadzu, Japón).

Cultivo celular y modelo animal

La línea celular de cáncer de ovario humano SK-OV-3 fue proporcionada por el Instituto de Biología Celular de Shanghai, Academia de Ciencias de China. Las células se cultivaron en medio DMEM que contenía suero bovino fetal al 10% y solución de penicilina-estreptomicina al 1% en CO ₂ al 5%. a 37 ° C.

Ratones desnudos Balb / c (hembras, aproximadamente 5 semanas) fueron proporcionados por Vital River Laboratory Animal Technology Co., Ltd. (Beijing, China). Para el modelo de tumor SK-OV-3, 1 × 10 ⁶ Las células se inyectaron en la región posterior derecha de los ratones por vía subcutánea. Todos los procedimientos experimentales se realizaron de acuerdo con las pautas para el cuidado y uso de animales de laboratorio de la Academia de Ciencias Médicas de Sichuan y fueron aprobados por el Comité de Ética de la Academia de Ciencias Médicas de Sichuan.

Liberación de corriente activada por pH / LIFU

La solución acuosa de FA-FCP se dividió en cuatro porciones y se cargó en una bolsa de diálisis (PM 5000). Luego se dializaron en 10 ml de solución de PBS con un pH de 5,0 y 7,4, respectivamente. Después de 3 h, la solución acuosa se trató con o sin LIFU (7 W, 5 min) (ciclo de trabajo del 50%, modo de onda de pulso y el siguiente procedimiento se mantuvo constante). En un momento específico, se eliminó 1 ml de dializado y se añadió un volumen igual y una solución en blanco de igual pH. Se extrajo el dializado y se midió con un espectrómetro UV-Vis, y se calculó la concentración de Cur.

Propiedades de ADV y función de imágenes de EE. UU. de FA-FCP

Se irradiaron FA-FCP en condiciones de pH =5.0 y 7.4 con diferente potencia de LIFU (5, 6, 7 W) y por diferentes totales de tiempo (3, 4 y 5 min) en el modelo de gel de agarosa, luego se tomaron imágenes de EE. UU. observado por equipos estadounidenses (Esaote Mylab 90, Italia) con una frecuencia de 5 a 12 MHz y un índice mecánico (MI) de 0,06. La intensidad de EE. UU. De la región de interés en la imagen de EE. UU. Fue analizada por el software ImageJ.

Capacidad de orientación de FA-FCP

Para demostrar la capacidad de direccionamiento de FA-FCP in vitro, se utilizó FITC para marcar las nanopartículas. Brevemente, se disolvió 1 mg de FITC en 1 ml de DMSO y luego se mezcló con FCP y FA-FCP durante 30 min con agitación suave. Luego, la solución mezclada se dializó durante la noche en agua desionizada para eliminar FITC y DMSO libres para obtener nanopartículas marcadas con FITC. Las células se cultivaron durante 24 h, y luego se añadieron las nanopartículas marcadas con FITC a las placas de cultivo para una incubación de 3 h. Posteriormente, las células se lavaron con PBS tres veces y luego se tiñeron con DAPI durante 5 min, rojo lisotracker durante 10 min, se fijaron con paraformaldehído al 4% durante 15 min. Finalmente, las células se observaron mediante un microscopio de barrido láser confocal. Las señales estadísticas de fluorescencia dentro de las células se midieron y analizaron mediante citometría de flujo.

Circulación sanguínea y acumulación de tumores de FA-FCP

Se inyectaron por vía intravenosa Free Cur y FA-FCP (con la misma concentración de Cur) en ratones normales. Y luego, la sangre de ratón en varios grupos se recogió en diferentes puntos de tiempo del plexo orbital y se disolvió en tampón de lisis. La concentración de Cur en la sangre en estos grupos tratados se determinó mediante los espectros de absorbancia de Cur de cada muestra de sangre solubilizada utilizando un espectrómetro UV-Vis y se definió como el porcentaje de dosis inyectada por gramo de tejido (ID% / g).

El contenido de FA-FCP en el tumor se realizó en ratones portadores de tumores. Después de 0, 1, 6, 12, 18 y 24 h de inyección intravenosa de FA-FCP, los tejidos tumorales se recogieron, se pesaron y se digirieron con una solución de agua regia durante 24 h. La concentración de Cur en la sangre en estos grupos tratados se determinó mediante espectros de absorbancia de Cur de cada tejido tumoral solubilizado mediante un espectrómetro UV-Vis y se definió como el porcentaje de dosis inyectada por gramo de tejido (ID% / g).

Eficacia anticáncer in vitro e in vivo

Para la eficacia anticancerosa in vitro, las células se trataron con PBS, Cur, FA-FCP, FCP + LIFU y FA-FCP + LIFU (a la misma dosis de Cur de 5 mg / kg) durante 3 h, y luego se irradiaron con LIFU ( 5 min, 7 W). Las células tratadas se incubaron durante otras 21 h. Después de eso, la viabilidad de las células tratadas se detectó mediante el ensayo CCK-8.

Para la eficacia contra el cáncer in vivo, los ratones portadores de tumores se dividieron al azar en cinco grupos ( n =6) y luego se inyectaron por vía intravenosa con solución salina (control), Cur libre, FA-FCP, FCP + LIFU y FA-FCP + LIFU, respectivamente. Durante 24 días de tratamiento, se controló el volumen del tumor y el peso corporal de los ratones cada 3 días. El tamaño del tumor se detectó mediante un calibre. El volumen del tumor =largo × ancho ² / 2. El cambio en el crecimiento del tumor se mostró mediante los volúmenes tumorales relativos que se calcularon como V / V ₀ , donde V ₀ representa el volumen inicial del tumor.

Evaluación de bioseguridad

Las células SK-OV-3 se sembraron en una placa de 96 pocillos a una densidad de 1 × 10 ⁴ células / pocillo y se dejó adherir durante 24 h. Se cultivaron diversas concentraciones (0, 20, 40, 100, 200 y 500 μg / ml) de FA-FRT-PFH con células SK-OV-3. Después de 24 h de tratamiento, las células se trataron con medio DMEM que contenía CCK-8 al 10% durante 20 min en una incubadora. La absorbancia de las células a una longitud de onda de 450 nm se detectó mediante un lector de placas multimodo (Thermo Scientific) para caracterizar la viabilidad celular. Además, los órganos principales, incluidos el corazón, el hígado, el bazo, el pulmón y el riñón de ratones sanos a los 25 días después de la inyección de FA-FCP, se recogieron y analizaron mediante tinción con hematoxilina y eosina. Las imágenes de tinción HE se observaron mediante microscopía óptica.

Análisis estadístico

Todos los datos se presentaron como media ± desviación estándar. Los datos estadísticos se procesaron con el software SPSS 22.0. La t del estudiante Se realizó una prueba para determinar la significación estadística entre los dos grupos. P <0.05 representa una diferencia significativa.

Resultados y discusión

Preparación y caracterizaciones de FA-FCP

El esquema 1 ilustra la síntesis de FA-FCP y su aplicación en imágenes de ultrasonido tumoral (EE. UU.) Y quimioterapia combinada de EE. UU. In vitro e in vivo . El agente teranóstico multifuncional FA-FCP se preparó mediante un método de autoensamblaje simple y biocompatible. Las imágenes TEM y AFM de FA-FCP muestran una estructura esférica (Fig. 1a, recuadro y archivo adicional 1:Figura S1). El análisis DLS mostró que el FA-FCP tenía aproximadamente 47 nm de diámetro promedio y -37 mV de potencial zeta promedio en agua (Fig. 1a yb). Después de 4 semanas en agua, solución salina tamponada con fosfato (PBS), solución salina y FBS, el FA-FCP mostró estabilidad en tamaño (Fig.1c), lo que indica que el FA-FCP preparado tenía una estabilidad fisiológica favorable, probablemente debido al recubrimiento de PEG y la naturaleza de FRT [32]. El espectro UV-vis-NIR de FA-FCP mostró el pico de absorción de Cur, lo que demuestra la existencia de Cur en FA-FCP. La relación de carga de Cur fue de 125,8 ± 2,1%.

La Figura 2 muestra el perfil de liberación de Cur de FA-FCP en diferentes condiciones de pH con o sin LIFU. Sin la irradiación LIFU, el Cur liberado a pH =5,0 fue de aproximadamente 30% durante 24 h, que fue significativamente más alto que el de pH =7,4 (5,3%). Sin embargo, bajo LIFU (7 W, 4 min), el Cur liberado en condiciones de pH =5,0 y pH =7,4 mostró un fuerte aumento. Sin embargo, en comparación con el Cur liberado a pH =7,4, el Cur liberado a pH =5,0 (50%) fue obviamente más alto durante 24 h. Esta característica hace que el FA-FCP sea muy útil en el microambiente tumoral. La excelente liberación de fármaco se atribuye a (1) FRT en condiciones ácidas podría desmontar y abrir la nanocaja para liberar el Cur cargado; (2) LIFU indujo la transición de fase instantánea que permitió a Cur escapar de la capa porosa expandida de manera constante.

Efecto ADV in vitro de FA-FCP

El FA-FCP se expuso a LIFU con una potencia de 5, 6 y 7 W, respectivamente, y una duración de 3-5 min a pH =7,4 o 5,0 para evaluar la mejor condición de potencia y duración de LIFU y valor de pH . La intensidad estadounidense representa el efecto ADV. Según las imágenes de EE. UU. (Fig. 3a yb) y los valores medios de escala de grises en las imágenes de EE. UU. (Fig. 3c yd), el efecto ADV exhibió una tendencia dependiente del tiempo / potencia a pH =7,4, que alcanzó su punto máximo en un parámetro de 7 W durante 5 min. Sin embargo, a pH =5,0, el efecto ADV alcanzó un máximo de un parámetro de 7 W durante 4 min. Cuando el parámetro fue inferior a 5 W durante 3 min, no hubo suficientes burbujas activadas para optimizar las imágenes de EE. UU. sin embargo, una vez que el parámetro excedió los 7 W durante 4 min, la mayoría de las burbujas generadas colapsaron y desaparecieron gradualmente. Los resultados anteriores indicaron que una cierta estimulación era esencial para despertar el efecto ADV de FA-FCP, que tenía una potencia de 7 W y una duración de 4 minutos a pH =5.0.

La capacidad de orientación de FA-FCP

Se utilizó un tinte clásico de molécula pequeña, FITC, para marcar las nanopartículas. Como se muestra en el archivo adicional 1:Figura S2, la intensidad de fluorescencia de FCP marcado con FITC y FA-FCP a la misma concentración no mostró diferencias significativas, lo que indica que la diferencia de cantidad de FITC etiquetada en FCP y FA-FCP podría no influir en la célula experimento de captación. Las imágenes de fluorescencia y el análisis FCM mostraron que algo de FCP podría ingresar a las células con una tasa de absorción del 19,5% (Fig. 4a yb), posiblemente porque la superficie de la célula tiene algunos receptores de ferritina que promueven la internalización de FCP. Después de la conjugación con FA, FA-FCP mostró una alta señal de fluorescencia en las células con un 44,3% de índice de absorción y un colapso de la tasa de absorción (13,8%) cuando las células se pretrataron con FA libre (Fig. 4a yb). Los resultados anteriores indicaron que la conjugación de FA aumentó en gran medida la tasa de absorción de FA-FCP a través del efecto de endocitosis mediado por el receptor de FA.

Además, se investigó la localización de orgánulos de FA-FCP utilizando un tinte de tinción específico de lisosoma (Lyso-Tracker Red). Como se muestra en la Fig. 4c, las células tratadas con FA-FCP y Lyso-Tracker Red exhibieron una fuerte fluorescencia verde y roja en el citoplasma, respectivamente. Después de la fusión de verde y rojo, se observó una intensa fluorescencia amarilla en el citoplasma, lo que indica que el FA-FCP podría trasladarse a los lisosomas (pH ≈ 5,0), lo que resultó beneficioso para desencadenar la liberación del fármaco en las células.

Circulación sanguínea y acumulación de tumores de FA-FCP

Como se muestra en la Fig. 5a, la vida media de FA-FCP fue de aproximadamente 7,31 h (un aumento de 8 veces), en comparación con la de Cur libre, probablemente debido al revestimiento de PEG y la encapsulación de FRT. Esta vida media prolongada de FA-FCP en el torrente sanguíneo es beneficiosa para mejorar la retención de fármacos en la circulación sistémica, facilitando la acumulación de fármacos en los sitios del tumor [32, 33]. Además, la acumulación dinámica de Cur y FA-FCP libres en el tumor de 0 ha 24 h después de la inyección de la nanopartícula se muestra en la Fig. 5b. Como puede verse, FA-FCP mostró la mayor acumulación de 18 h y el Cur libre mostró la mayor acumulación de aproximadamente 1 h después de la inyección. Estos resultados indican que en comparación con el Cur libre, el FA-FCP tuvo un rendimiento de acumulación significativamente mayor en el tejido tumoral, posiblemente debido a la mayor permeabilidad y retención (EPR) y al efecto de direccionamiento activo mediado por el receptor de FA [34, 35].

In Vivo US Imaging

Se observó el tumor de ratones desnudos tratados en cuatro grupos (control en blanco + LIFU, FCP + LIFU, FA-FCP + LIFU, FA-FCP sin LIFU) con o sin exposición a LIFU (7 W, 4 min) para explorar más a fondo el potencial ADV de FA-FCP in vivo. Como se muestra en la Fig. 6a, no se observó ninguna señal de EE. UU. Obvia dentro del tumor bajo irradiación LIFU en el grupo de control. A las 18 h después de las inyecciones, se observó una señal de EE. UU. Significativamente más fuerte dentro del tumor en el grupo FA-FCP + LIFU en comparación con los grupos con FCP + LIFU y FA-FCP sin LIFU (Fig. 6a yb). Los resultados demostraron que FA-FCP + LIFU podría mejorar el contraste de imágenes de EE. UU. Del tumor.

Terapia contra el cáncer in vitro e in vivo

La citotoxicidad in vitro de FA-FCP se investigó mediante el ensayo CCK-8. Como se muestra en la Fig. 7a, la viabilidad celular de todos los grupos mostró un patrón dependiente de la concentración de Cur. Sin LIFU, en comparación con Cur libre, FA-FCP mostró una mayor inhibición en la viabilidad celular en todas las concentraciones, posiblemente debido al efecto de focalización de FA. Sin embargo, la inhibición de la viabilidad celular de FA-FCP + LIFU fue significativamente mayor que la de FP + LIFU, FCP + LIFU y FA-FCP sin LIFU, lo que indica que FA-FCP combinado con irradiación LIFU ofreció una mejor eficiencia antitumoral. Este resultado se debió principalmente a la presencia de LIFU y al ambiente ácido del lisosoma, los cuales podrían inducir la liberación del fármaco y el efecto de cavitación, y el efecto diana de las células tumorales mediado por FA [36,37,38].

El efecto anticanceroso in vivo del FA-FCP se investigó adicionalmente con ratones desnudos portadores de tumores. De acuerdo con el resultado de acumulación de tumores de FA-FCP, LIFU se realizó 18 h después de la inyección intravenosa de muestras cada 2 días durante tres veces en total desde el día uno. Como se muestra en las Fig. 7b yc, el volumen relativo del tumor en el grupo FA-FCP + LIFU disminuyó significativamente, en comparación con los grupos de control, Cur, FA-FCP, FP + LIFU y FCP + LIFU después de 24 días de tratamiento. El peso del tumor en los grupos FA-FCP y FCP + LIFU fue significativamente menor que en los grupos de control y Cur, mientras que fue incluso más inhibido en el grupo FA-FCP + LIFU. Durante el tratamiento, no hubo una pérdida significativa de peso corporal en estos grupos (Fig. 7d). El brillante efecto antitumoral de FA-FCP combinado con LIFU se debió principalmente a la agregación dirigida de FA-FCP en el tumor y la capacidad acústica / sensible al pH de liberación de fármacos [39,40,41]. Además, esta mayor eficacia terapéutica antitumoral de FA-FCP + LIFU podría explicarse por el retraso en la eliminación de las nanopartículas en el sitio del tumor debido a la vida media prolongada de FA-FCP en el torrente sanguíneo [42].

Biocompatibilidad in vitro e in vivo

Las biocompatibilidades in vitro e in vivo de FA-FCP se evaluaron mediante el ensayo CCK-8 y el análisis de tinción H&E. Como se muestra en la Fig. 8a yb, la viabilidad celular del FA-FP portador del fármaco y la potencia de LIFU de 0 a 8 W fueron todas> 90%, lo que indica que no hay citotoxicidad significativa de FA-FP y la potencia de LIFU utilizada en este trabajo in vitro. La Figura 8c muestra las imágenes de tinción H&E de los órganos principales de los ratones tratados con FA-FCP + LIFU, que no muestran cambios histológicos en comparación con el grupo de control. Estos resultados demostraron la alta biocompatibilidad de FA-FCP in vitro e in vivo.

Conclusión

En resumen, preparamos un FA-FCP multifuncional cargado con el fármaco contra el cáncer Cur y la molécula de orientación tumoral FA, utilizando nanocajas de ferritina, lo que resultó en una capacidad de obtención de imágenes de EE. UU. Mejorada con contraste y una orientación precisa en los procedimientos de quimioterapia. El FA-FCP recién sintetizado mostró una alta biocompatibilidad in vitro e in vivo. Además, FA-FCP exhibió una excelente capacidad de focalización de tumores, liberación de Cur activada por pH / acústico y transición de fase de respuesta acústica por LIFU para imágenes de ultrasonido. Dadas estas propiedades únicas de FA-FCP, se puede aplicar como un factor de inhibición tumoral significativo sin toxicidad sistémica. Se espera que una nanoplataforma teranóstica tan novedosa y biocompatible integre las imágenes de ultrasonido con una eficacia terapéutica mejorada para proporcionar un paradigma prometedor para el tratamiento del cáncer.

Disponibilidad de datos y materiales

Las conclusiones a las que se llega en este manuscrito se basan en los datos (texto principal y figuras) presentados y mostrados en este artículo

Abreviaturas

EE. UU .:: Ultrasonido
FA:: Ácido fólico
FRT:: Ferritina
PFH:: Perfluorohexano
LIFU:: Ultrasonido enfocado de baja intensidad
ADV:: Vaporización de gotas acústicas
FITC:: Isotiocianato de fluoresceína
CCK-8:: Kit de conteo de células 8
FBS:: Suero fetal bovino
EDC:: 1-etil-3- (3-dimetilaminopropil) carbodiimida
NHS:: N -hidroxisuccinimida
Cur:: Curcumina

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