Imagen y terapia ultrasónica dirigida de tumores ováricos usando nanopartículas proteicas de perfluoropentano sensibles al pH

Resumen

En este estudio, desarrollamos un agente terapéutico ultrasónico (US) multifuncional que encapsula perfluoropentano (PFP) en ferritina (FRT) y conjuga la molécula blanco tumoral ácido fólico (FA) (FA-FRT-PFP). Las FA-FRT-PFP preparadas tuvieron diámetro promedio de 42,8 ± 2,5 nm, potencial zeta de −41,1 ± 1,7 mV y muestran buena estabilidad en solución fisiológica y temperaturas. FRT es una proteína de jaula sensible al pH que, a pH 5,0, se desensambla para formar poros que cargan PFP. El ajuste a pH neutro cierra los poros y encapsula PFP dentro de FRT formando nanopartículas. A pH 5,0, 3 min de ultrasonido focalizado de baja intensidad (LIFU, 2 W/cm²) mejoraron significativamente la señal US de FA-FRT-PFP mediante efecto de vaporización de gota acústica (ADV). Bajo condiciones idénticas, 4 min de irradiación LIFU causaron ruptura de burbujas generadas por FA-FRT-PFP. FA-FRT-PFP pudo dirigirse eficientemente a células de cáncer ovárico y mejoró significativamente el contraste US tras 3 min de irradiación LIFU. Tras 4 min de irradiación LIFU, la viabilidad celular disminuyó significativamente por necrosis, probablemente debido a la liberación mediada por FA-FRT-PFP de PFP en ambiente ácido de lisosomas tras entrar en células tumorales. PFP se transforma en burbujas que estallan bajo irradiación LIFU, formando ondas de choque físicas que destruyen la estructura celular y causan necrosis, logrando tratamiento tumoral. En conjunto, esto demuestra que FA-FRT-PFP es un agente teranóstico US novedoso y prometedor para futura aplicación clínica.

Introducción

El cáncer de ovario es uno de los cánceres femeninos más letales a nivel global. El tratamiento sigue dependiendo clínicamente de radioterapia, quimioterapia, cirugía y otras terapias auxiliares. Sin embargo, limitaciones en estas estrategias continúan obstaculizando mejoras en tasas de supervivencia. Para superarlas, se requieren métodos diagnósticos más efectivos y seguros. En años recientes, la integración de imagen y terapéutica en una sola plataforma ha surgido como tema candente.

La tecnología ultrasónica (US), por ser no invasiva, no radiativa, de bajo costo y con características específicas, se usa ampliamente en diagnóstico clínico y tratamientos tumorales. En décadas recientes, se ha desarrollado una plataforma de respuesta acústica (ARP) con capacidades de imagen y terapéutica US para diagnóstico y tratamiento tumoral efectivo. ARP incluye principalmente microburbujas o nanoburbujas (MB o NB) y plataformas basadas en nanopartículas (NP). Entre estas ARP, MB o NB muestran buenas capacidades de respuesta acústica, pero por su gran tamaño, la penetración tisular in vivo es débil y la estabilidad de muestra es pobre. NP muestra mayor permeabilidad tisular y ciclo farmacocinético más largo por su tamaño pequeño. Sin embargo, las capacidades de respuesta acústica de NP son limitadas. Es urgente diseñar ARP de tamaño pequeño, alta estabilidad y fuerte capacidad de respuesta.

Los fluorocarbonos líquidos sufren transición de fase líquido-gas en respuesta a estimulación externa. Natalya y colegas desarrollaron una nanoemulsión conteniendo fluorocarbono líquido que produjo efectos de vaporización de gota acústica (ADV) bajo ultrasonido focalizado de baja intensidad (LIFU). Las emulsiones formaron burbujas y simultáneamente desencadenaron liberación de fármaco, permitiendo tratamiento tumoral. Sin embargo, una capa de material sellante alrededor del fluorocarbono líquido llevó a aumento en intensidad y tiempo de ultrasonido requerido para tratamiento tumoral, resultando en daño a tejido sano circundante. Por tanto, se demanda optimización adicional del portador de fluorocarbono líquido.

En este estudio, desarrollamos una nanopartícula de ferritina (FRT) cargada con fluorocarbono líquido perfluoropentano (PFP) combinada con molécula blanco tumoral ácido fólico (FA) para formar FA-FRT-PFP. La ferritina es una nanocápsula proteica endógena altamente biocompatible que muestra sensibilidad al pH. La proteína puede desensamblarse en ambiente ácido y reensamblarse en ambiente alcalino. Esto permite carga y liberación controlada de ferritina en respuesta a cambios de pH. PFP es material de transformación de fase frecuente con temperatura de ebullición 29 °C. La baja temperatura de ebullición facilita la transformación de fase fácil por LIFU, más seguro que HIFU. PFP se cargó en ferritina y el resultante FA-FRT-PFP tuvo diámetro ~47,3 ± 2,8 nm con alta estabilidad en soluciones fisiológicas y temperaturas. Según resultados, FA-FRT-PFP tuvo ventajas: (1) PFP cargado fácilmente en FRT cambiando pH de ácido a neutro; (2) bajo LIFU (2 W/cm², 3 min) y pH = 5,0, FA-FRT-PFP libera PFP y sufre cambios de fase para mejorar señales US mediante ADV; (3) bajo irradiación LIFU prolongada (4 min) y pH = 5,0, PFP liberado explota produciendo onda de choque física que destruye efectivamente células tumorales por necrosis. A nuestro conocimiento, este es el primer ejemplo de carga de PFP en FRT como teranóstico US tumoral. Estos resultados indican que FA-FRT-PFP + LIFU es nueva estrategia para diagnóstico y tratamiento tumoral integrado.

Materiales y Métodos

Materiales

Gel de agarosa, ferritina (FRT), ácido fólico (FA) y perfluoropentano (C₃F₈, PFP) se adquirieron de Sigma (St. Louis, MO, EE. UU.). NH₂-PEG₂₀₀₀-FA y NH₂-PEG₂₀₀₀-COOH suministrados por Xi'an Ruixi Biotechnology Co., Ltd. (China). 1-etil-3-(3-dimetilaminopropil) carbodiimida (EDC) e N-hidroxisuccinimida (NHS) de Thermo Fisher Scientific (Waltham, MA, EE. UU.). Kit de conteo celular-8 (CCK-8) de Dojindo Laboratories (Kumamoto, Japón). Medio DMEM, tampón fosfato salino (PBS), penicilina-estreptomicina, tripsina-EDTA y suero fetal bovino (FBS) de Gibco (Grand Island, NY, EE. UU.).

Cultivo Celular

Línea celular humana de cáncer ovárico SK-OV-3 proporcionada por Instituto de Biología Celular de Shanghái, Academia China de Ciencias. Células epiteliales ováricas normales HUM-CELL-0088 de PriCells, Wuhan, China. Células cultivadas en medio DMEM con 10% suero fetal bovino y 1% penicilina-estreptomicina. Mantendidas en incubadora con atmósfera humificada 5% CO₂ a 37 °C.

Preparación de FA-FRT-PFP

Primero, molécula blanco FA se conjugó con FRT mediante reacción de esterificación. En breve, NH₂-PEG₂₀₀₀-FA (10 mg) y solución FRT se mezclaron con presencia de EDC (5 mg/mL) y NHS (20 mg/mL). Tras 3 h reacción a TA con agitación ligera, la mezcla se purificó por diálisis contra agua destilada (corte PM = 1,2 kDa) por 24 h. La solución resultante fue nanopartículas FA-FRT. Segundo, la carga de PFP en cavidad de FRT se preparó con proceso de desnaturalización y renaturalización de proteína. Brevemente, FA-FRT se diluyó en 5 mL PBS a 2 mg/mL y ajustó a pH = 5,0 con 30 min agitación ligera a TA para asegurar disociación completa de FRT. Luego, 500 μL PFP se añadieron en baño de hielo y se sometieron a sonicación pulsada 5 s encendido/5 s pausa por 5 min totales a 80 W en baño de hielo. Tras sonicación, el pH se ajustó a neutro (pH = 7,4). Como PFP era estado oleoso e insoluble en agua, el exceso se eliminó fácilmente por separación de líquidos para obtener FA-FRT-PFP. FRT-PFP se preparó similarmente cambiando NH₂-PEG₂₀₀₀-FA por NH₂-PEG₂₀₀₀-COOH.

Caracterización de FA-FRT-PFP

Tamaños y potenciales zeta de nanopartículas se midieron con Zeta Sizer (Malvern, NanoZS, Reino Unido). Morfología de FA-FRT-PFP observada por microscopía electrónica de transmisión (TEM, Hitachi, Japón) y microscopía de fluorescencia invertida (Olympus, Japón). Estructura química detectada por espectroscopía infrarroja transformada de Fourier (Bruker Tensor 27, Bruker Optik, Ettlingen, Alemania). Captación celular de FA-FRT-PFP detectada por microscopía confocal de barrido láser (LEXT OLS4100, Olympus, Japón). Células con doble tinción FITC/PI analizadas por citometría de flujo (BD, Franklin Lakes, NJ, EE. UU.).

Rendimiento de Generación de Gas Responsivo a pH y Ultrasonido

FA-FRT-PFP en condiciones pH = 5,0 y 7,5 se irradiaron con diferentes intensidades acústicas LIFU (1,5 y 2,0 W/cm²) y diferentes tiempos totales (1, 2, 3 y 4 min) en modelo de gel de agarosa, luego imágenes US observadas por equipo US (Esaote Mylab 90, Italia) con frecuencia 5-12 MHz e índice mecánico (MI) 0,06. Tras ello, la apariencia de FA-FRT-PFP se observó por microscopía óptica en el tiempo. La intensidad US de región de interés en imagen US se analizó con software ImageJ.

Captación Celular

Brevemente, 1 mg FITC se disolvió en 1 mL DMSO y mezcló con FRT-PFP y FA-FRT-PFP por 30 min con agitación suave. Luego, la solución mezclada se dializó overnight en agua desionizada para eliminar FITC y DMSO libres obteniendo nanopartículas marcadas con FITC. Luego, células SK-OV-3 y normales (HUM-CELL-0088) se cultivaron 24 h, y luego FITC libre, FITC-FRT-PFP y FITC-FA-FRT-PFP se co-incubaron con SK-OV-3 por 5 h. Además, FITC-FA-FRT-PFP se incubó con SK-OV-3 pretratados con FA por 5 h. Las células se lavaron 3 veces con PBS y fijaron con 4% paraformaldehído y tiñeron con 0,2 mg/mL DAPI por 10 min. Las células se imagenaron por microscopía confocal para capturar imágenes fluorescentes. La señal fluorescente se cuantificó por citómetro de flujo.

Imagen Ultrasónica In Vitro

Células SK-OV-3 cultivadas 24 h en medio libre FA, luego PBS, FRT-PFP, FA-FRT-PFP y FA-FRT-PFP + FA incubados con células 6 h. Las células se recogieron y mezclaron con gel de agarosa, luego se irradiaron con o sin LIFU 3 min (1 s encendido/1 s pausa total 3 min; 1 MHz; 2,0 W/cm²). Finalmente, se capturaron imágenes US.

Eficacia Anticancerígena In Vitro

Células SK-OV-3 sembradas en placa 96 pozos a densidad 1 × 10⁴ células/pozo, permitidas adherir 24 h. Para citotoxicidad FA-FRT, varias concentraciones (0, 20, 40, 100, 200, 500 μg/mL) FA-FRT cultivadas con SK-OV-3. Tras 24 h tratamiento, células tratadas con medio DMEM con 10% CCK-8 por 20 min en incubadora. Absorbancia a 450 nm detectada por lector Multimode (Thermo Scientific) para caracterizar viabilidad. Además, células SK-OV-3 y normales (HUM-CELL-0088) tratadas con PBS, FRT-PFP, FA-FRT-PFP y FA-FRT-PFP + FA por 3 h, luego irradiadas LIFU (1 s con pausa 1 s total 4 min; 1 MHz; 2,0 W/cm²). Células tratadas incubadas 21 h más. Como control, sin LIFU, células tratadas PBS, FRT-PFP, FA-FRT-PFP y FA-FRT-PFP + FA por 24 h. Tras ello, viabilidad detectada por ensayo CCK-8.

Análisis Muerte Celular

Para evaluar tipo de muerte celular, SK-OV-3 sembradas en placas 6 pozos a densidad 5 × 10⁴ células/mL. Tras 24 h, células tratadas con PBS, FRT-PFP, FA-FRT-PFP + FA y FA-FRT-PFP por 3 h, luego irradiadas LIFU (1 s, pausa 1 s total 4 min; 1 MHz; 2,0 W/cm²). Células tratadas incubadas 23 h adicionales. Como control, células tratadas PBS, FRT-PFP, FA-FRT-PFP + FA y FA-FRT-PFP por 24 h sin LIFU. Células tripsinizadas, centrifugadas 1500×g 3 min, lavadas 3 veces con PBS frío, resuspendidas en 200 mL tampón unión. Luego, 5 μL annexin V-FITC y 10 μL PI añadidos e incubados 15 min en oscuridad. Células teñidas analizadas por citómetro de flujo.

Western Blotting

Western blotting según literatura previa. Células tratadas con 40 μg/mL PBS (control), FRT-PFP, FA-FRT-PFP + FA, y FA-FRT-PFP combinado con o sin irradiación LIFU (2,0 W/cm², 4 min) y 21 h incubación adicional. Células lisadas en tampón RIPA (Sigma). 50 μg cada proteína con tampón muestra Laemmli hervidos 5 min y sometidos a SDS-PAGE. Proteínas transferidas a membrana PVDF (Bio-Rad) usando Trans-Blot semiseco (Bio-Rad). Membranas incubadas primero en tampón TBS bloqueo con 2% leche o 2% BSA (para anticuerpos fosfo-específicos) 1 h a TA, luego con anticuerpos primarios respectivos diluidos en TBST (0,1% Tween20, 2% BSA) overnight a 4 °C. Posteriormente, membranas lavadas e incubadas con anticuerpos secundarios apropiados (Santa Cruz) en TBST y detectadas usando SuperSignal West Pico Chemiluminescent Substrate (Thermo).

Análisis Estadístico

Todos los datos presentados como media ± desviación estándar. Análisis estadísticos con prueba t de Student. *P < 0,05, **P < 0,01 considerados significativos.

Resultados y Discusión

Preparación y Caracterización de FA-FRT-PFP

FA-FRT-PFP se sintetizó y usó para terapia tumoral (Fig. 1). Gotas de transformación de fase cargadas en FRT mediante desensamblaje y reensamblaje reversible inducido por pH de FRT. PFP con ADV inducido por LIFU entregado en células actuando como agente imagen US. La Figura 2a-c muestra imágenes TEM de FRT, FRT-PFP y FA-FRT-PFP, morfología esférica. Tamaños promedio partícula FRT, FRT-PFP, FA-FRT-PFP fueron 6,9 ± 0,3 nm, 43,8 ± 1,6 nm y 47,3 ± 2,8 nm (Fig. 2d), demostrando que carga PFP y conjugación FA aumentan tamaño FRT. Potencial zeta promedio FRT y FA-FRT-PFP fueron −43,2 ± 3,1 mV, −46,9 ± 2,2 mV y −41,5 ± 2,7 mV (Fig. 2e). Además, conjugación FA con FRT caracterizada por FT-IR como se muestra en Archivo adicional 1: Figura S1. Espectro FT-IR mostró bandas absorción ~1110 cm⁻¹ correspondientes a enlace éter C-O-C vibracional de PEG; picos absorción ~1601 cm⁻¹ y ~1710 cm⁻¹ pertenecen a vibracional C=O de PEG y FRT así como –COOH y –CONH₂ de FA y FRT; bandas ~2820, ~2920, ~2950 cm⁻¹ corresponden a vibraciones estiramiento C-H asimétricas y simétricas de –CH₂ de FA y PEG; picos ~1440 cm⁻¹ asociados a anillo fenilo FA. Resultado confirma conjugación exitosa FA con FRT. En período almacenamiento 28 días, tamaño y PDI FA-FRT-PFP en agua, PBS, suero y FBS no cambiaron significativamente (Fig. 3a, b), indicando excelente estabilidad. Figura 3c muestra cambio tamaño FA-FRT-PFP a diversas temperaturas 25-45 °C. Tamaño casi inalterado al reducir temperatura 25-40 °C, indicando alta estabilidad bajo 40 °C. A 45 °C, tamaño varió 42,1 nm a 6 nm, probablemente por PFP en FA-FRT-PFP sufriendo gasificación severa, rompiendo nanopartículas. Temperatura gasificación FA-FRT-PFP aumentó de 29 °C (temperatura gasificación PFP presión normal) a 45 °C, probablemente por cobertura de cáscara FRT.

Representación esquemática síntesis FA-FRT-PFP y aplicación teranóstica tumoral

a–c Imágenes TEM FRT, FRT-PFP, FA-FRT-PFP. d, e Distribución tamaño y potencial zeta FRT, FRT-PFP, FA-FRT-PFP

a, b Cambio tamaño y PDI FA-FRT-PFP en agua, PBS, suero, FBS 28 días. c Cambio tamaño FA-FRT-PFP diversas temperaturas 25 °C a 45 °C

Mejora US Responsiva a pH y LIFU

Experimentos fantasma US FA-FRT-PFP a diferentes valores pH e intensidades LIFU. Como Fig. 4a, sin irradiación LIFU (pre), señal US débil en todos grupos. A pH 7,5 tras 3 min LIFU, FA-FRT-PFP mostró baja señal US tanto a 1,5 como 2,0 W/cm², mientras a pH = 5,0 bajo misma irradiación, FA-FRT-PFP tuvo mayor intensidad señal US. Esto demuestra que FA-FRT-PFP mostró efectos ADV dependientes de tiempo e intensidad acústica. Porque a pH = 5,0, FA-FRT-PFP se desensambla y libera PFP facilitando transformación de fase. Interesantemente, al extender irradiación LIFU a 4 min, FA-FRT-PFP a pH = 5,0 y 2,0 W/cm² tuvo menor intensidad señal US comparado a menor tiempo, probablemente porque LIFU en esta condición es demasiado fuerte induciendo ruptura burbujas. Estos resultados demostraron que FA-FRT-PFP libera PFP, generando transformaciones de fase y explosión a 2,0 W/cm² LIFU a pH = 5,0. Resultados intensidad US en Fig. 4b, c. Figura 4d-g muestra morfología soluciones FA-FRT-PFP tras 3 min LIFU (2,0 W/cm²) a pH = 7,5 y 5,0. FA-FRT-PFP a pH = 5,0 y 2,0 W/cm² LIFU generó burbujas grandes, validando hallazgos.

a Imágenes US FA-FRT-PFP mezclado con gel agarosa a diferentes pH irradiado diferentes potencias LIFU. b, c Datos estadísticos correspondientes señal US en a. d–g Imágenes microscopía óptica FA-FRT-PFP mezclado gel agarosa diferentes pH irradiado 2,0 W/cm² 3 min

Captación Celular

Figura 5 muestra capacidad captación celular FA-FRT-PFP. Células tratadas FITC libre mostraron fluorescencia insignificante pero tras marcado en FA-FRT-PFP, señal fuerte evidente, indicando fuerte capacidad captación. Células tratadas FRT-PFP y FA-FRT-PFP pre-incubadas FA mostraron fluorescencia FITC más débil. Esto demuestra que FA mejora direccionamiento activo nanopartículas. Además, FA-FRT-PFP mostró captación comparable a FCM (Fig. 5c, d). Tasas captación FA-FRT-PFP 46,5 ± 2,8%, significativamente mayor que FITC libre (control), FRT-PFP y FA-FRT-PFP + FA. Archivo adicional 1: Figura S2 muestra captación nanopartículas en células ováricas normales. No diferencias significativas entre FRT-PFP, FA-FRT-PFP + FA y FA-FRT-PFP en captación. Probablemente porque células ováricas normales (HUM-CELL-0088) tienen baja expresión receptor FA comparado a SK-OV-3.

Captación celular. a, b Imágenes confocales fluorescencia células tratadas FITC libre y FITC-FRT-PFP, FA-FRT-PFP + FA, FA-FRT-PFP. Verde y azul representan fluorescencia FITC y DAPI. Barra escala = 25 μm. c, d Señal fluorescencia FITC y datos estadísticos correspondientes dentro células tratadas FITC libre, FITC-FRT-PFP, FA-FRT-PFP + FA, FA-FRT-PFP

Imagen Ultrasónica In Vitro

Para confirmar que FA-FRT-PFP mejora imagen US por ADV in vitro, nanopartículas incubadas con células 5 h e irradiadas con o sin LIFU (2,0 W/cm²). Como Fig. 6a, sin irradiación LIFU, células en todos grupos mostraron sin señales US mejoradas mientras tras irradiación, células tratadas FA-FRT-PFP mostraron altas intensidades US comparado a controles FRT-PFP y FA-FRT-PFP + FA. Para imagen US, análisis cuantitativo valores escala grises calculado con software ImageJ. Resultados consistentes con datos imagen US (Fig. 6b) mostrando intensidad US células tratadas FA-FRT-PFP mejorada tras irradiación LIFU 2,0 W/cm² 3 min. FA-FRT-PFP entra células y en ambiente ácido lisosomas (pH ~5,0) se desensambla liberando PFP en citoplasma. Tras irradiación LIFU, PFP genera fácilmente transformaciones fase gotas-gas, mejorando intensidad US.

Imagen ultrasónica in vitro. a Imágenes ultrasonido y datos estadísticos correspondientes (b) PBS (control), FRT-PFP, FA-FRT-PFP + FA, FA-FRT-PFP con o sin irradiación LIFU (2,0 W/cm², 3 min)

Eficacia Anticancerígena In Vitro y Análisis Muerte Celular

Figura 7a muestra citotoxicidad FA-FRT-PFP concentraciones hasta 0,5 mg/mL. Sin irradiación LIFU, FA-FRT-PFP no mostró supresión obvia viabilidad SK-OV-3. Ensayos CCK-8 analizaron eficacia anticancerígena FA-FRT-PFP combinado con LIFU. Como Fig. 7b, sin irradiación LIFU, FRT-PFP, FA-FRT-PFP + FA, FA-FRT-PFP no mostraron citotoxicidad notable vs controles. Combinado con 4 min LIFU, FA-FRT-PFP mostró citotoxicidad significativa mayor que FRT-PFP, FA-FRT-PFP + FA, con tasas inhibición pico ~90% a 40 μg/mL. Esto puede deberse a FA-FRT-PFP internalizándose más fácilmente en citoplasma y lisosomas vs FRT-PFP, FA-FRT-PFP + FA. En ambiente ácido lisosomas, FA-FRT-PFP liberó PFP en citoplasma. Bajo 4 min LIFU, PFP liberado gasificó, causando cavitación y ruptura, generando serie fuerzas choque físico que mejoraron significativamente efectos muerte tumoral. Archivo adicional 1: Figura S3 muestra citotoxicidad nanopartículas en células ováricas normales. No diferencias significativas entre grupos en citotoxicidad combinadas con LIFU. Resultado puede ser porque HUM-CELL-0088 tienen baja expresión receptor FA sin efecto direccionamiento FA.

Eficacia anticancerígena in vitro. a Viabilidades SK-OV-3 tras 24 h incubación diferentes concentraciones FA-FRT-PFP. b Viabilidades SK-OV-3 tratadas 40 μg/mL PBS (control), FRT-PFP, FA-FRT-PFP + FA, FA-FRT-PFP combinado con o sin irradiación LIFU (2,0 W/cm², 4 min) y 21 h incubación adicional

Como Fig. 8a, b, sin irradiación LIFU, células mostraron muerte mínima en todos grupos. Tras 4 min LIFU, células tratadas FA-FRT-PFP mostraron necrosis significativa (~91,6%) vs otros grupos por ondas choque físico generadas por cavitación PFP inducida LIFU o explosión burbujas. Archivo adicional 1: Figura S4 muestra nivel expresión proteína TNF. Sin LIFU, células apenas expresaron TNF. Con LIFU, células grupo FA-FRT-PFP tienen alto nivel expresión TNF vs FRT-PFP y FA-FRT-PFP + FA, indicando TNF proteína vital en muerte inducida FA-FRT-PFP + LIFU. Basado en excelente efecto terapia cáncer in vitro, FA-FRT-PFP prometedor para futura terapia cáncer in vivo.

a Análisis citometría flujo y datos estadísticos correspondientes SK-OV-3 tratadas 40 μg/mL PBS (control), FRT-PFP, FA-FRT-PFP + FA, FA-FRT-PFP combinado con o sin irradiación LIFU (2,0 W/cm², 4 min) y 23 h incubación adicional

Conclusión

En resumen, desarrollamos exitosamente nanopartículas de transformación de fase basadas en FRT y cargadas con PFP modificadas con molécula blanco FA (FA-FRT-PFP). Como teranóstico US dirigido novedoso, FA-FRT-PFP tuvo ventajas múltiples: (1) tamaño nanométrico; (2) FRT como portador, desensambla y reensambla para cargar/liberar gotas PFP en condiciones ácidas/neutras; (3) bajo 3 min LIFU y condiciones ácidas, FA-FRT-PFP libera PFP generando transformaciones fase mediante ADV, aumentando significativamente contraste US; (4) bajo 4 min irradiación LIFU y ambiente ácido, PFP liberado induce fácilmente "efecto explosión" intracelular, resultando en características antitumorales físicas. Estos resultados demuestran que FA-FRT-PFP con asistencia LIFU proporciona nueva estrategia para imagen molecular ultrasónica y terapia tumoral.

Disponibilidad Datos y Materiales

Las conclusiones en este manuscrito se basan en datos presentados y mostrados en este artículo.

Abreviaturas

ADV:

Vaporización de gota acústica

ARP:

Plataforma de respuesta acústica

CCK-8:

Kit conteo celular-8

EDC:

1-Etil-3-(3-dimetilaminopropil) carbodiimida

FA:

Ácido fólico

FBS:

Suero fetal bovino

FITC:

Fluoresceína isotiocianato

FRT:

Ferritina

LIFU:

Ultrasonido focalizado baja intensidad

NHS:

N-hidroxisuccinimida

PFP:

Perfluoropentano

US:

Ultrasonido