Nanopartículas de albúmina cargadas con resveratrol con circulación sanguínea prolongada y biocompatibilidad mejorada para una terapia de tumores pancreáticos dirigida altamente eficaz

Métodos

Materiales

Albúmina de suero humano (HSA, polvo liofilizado, ≥96%), resveratrol (RV, ≥99%), 1-etil-3- (3-dimetilaminopropil) carbodiimida (EDC), isotiocianato de fluoresceína (FITC), Arg – Gly – Asp (RGD, ≥97%), ácido 3- (2-piridilditio) propiónico N -ester de hidroxisuccinimida (SPDP), colorante Hoechst 33258 y 4 ', 6-diamidino-2-fenilindol (DAPI) se obtuvieron de Sigma Aldrich (St. Louis, MO, EE. UU.). NH ₂ –PEG ₂₀₀₀ –COOH se compró a Seebio Biotech Inc. (Shanghai, China). N -Succinimidil S -acetiltioacetato (SATA) se adquirió de Pierce Biotech Inc. (Rockford, IL, EE.UU.). DMSO, solución de tripsina-EDTA, tampón de fosfato (PBS), suero fetal bovino (FBS), solución de penicilina-estreptomicina y medios DMEM se compraron a Sigma.

Síntesis de nanopartículas de HSA-RV

Las nanopartículas de HSA-RV se sintetizaron mediante un método de desolvatación simple [24]. En detalle, se disolvieron 6 mg de RV en DMSO para obtener 1 mg / mL y se mezclaron con 10 mg de HSA en 1 mL de agua bajo agitación leve, formando coacervados endurecidos después de agitar durante 6 h a temperatura ambiente, y luego se procesó por cruzamiento -enlace con glutaraldehído al 0,5% (100 μL). Posteriormente, los disolventes orgánicos se eliminaron dializándolos en agua durante 1 día, dando como resultado las nanopartículas HSA-RV. Se prepararon nanopartículas de HSA en blanco como se mencionó anteriormente, excepto que se mezcló DMSO sin RV con solución de HSA durante 6 h.

Síntesis y caracterización de NP de HRP – RGD

Las nanopartículas de HSA-RV se conjugaron con HS-PEG-RGD mediante el reticulador tradicional SPDP, como se describe en la literatura [25]. En resumen, 20 mg de NH ₂ –PEG ₂₀₀₀ –El COOH se trató con 2 mg de SATA durante 3 hy se purificó mediante desalación. El SATA-PEG resultante se añadió a 10 mg de péptido RGD y 8 mg de EDC durante 3 h. A continuación, se hizo reaccionar el PEG-RGD protegido con SATA con 1 ml de hidroxilamina en fosfato de sodio durante 3 h. Después de purificado por desalación, se le aplicó el HS-PEG-RGD. A continuación, el HS-PEG-RGD obtenido se conjugó con nanopartículas de HSA-RV mediante enlaces disulfuro. Brevemente, los grupos amino de las nanopartículas HSA-RV se activaron primero con SPDP y luego se resuspendieron en 10 mL de PBS y reaccionaron con exceso de HS-PEG-RGD o HS-PEG durante 24 h. La solución resultante se lavó repetidamente con PBS y se filtró a través de un filtro Millipore (100 kDa) para eliminar cualquier PEG-RGD restante y otros disolventes orgánicos, lo que resultó en NP de HRP-RGD. La morfología y el tamaño de las nanopartículas se detectaron mediante microscopía electrónica de barrido (SEM, Philips XL-30 FEG, Eindhoven, Países Bajos) y un sistema Zetasizer Nano ZS (Malvern Instruments, Malvern, Reino Unido), respectivamente. Los espectros de absorción se adquirieron mediante un espectrofotómetro UV-Vis (UV1800, Shimadzu, Japón). Los espectros de fluorescencia se registraron mediante un espectrómetro de fluorescencia (F-4500, Hitachi, Japón).

Carga y liberación de medicamentos

Se disolvieron seis miligramos de RV en DMSO para obtener 1 mg / mL y se mezclaron con 10 mg de HSA en 1 mL de agua con agitación leve, formando coacervados endurecidos después de agitar durante 6 h a temperatura ambiente, y luego se procesó mediante reticulación. con glutaraldehído al 0,5% (100 μL). Posteriormente, los disolventes orgánicos y el RV libre se eliminaron dializándolos en agua durante 1 día. El dializado se utilizó para cuantificar el RV libre mediante espectrómetro UV-Vis a 306 nm según una curva de calibración. La cantidad de fármaco en los NP de HRP-RGD fue el RV total añadido menos la cantidad de RV libre.

La liberación de RV de las NP de HRP-RGD se detectó mediante una técnica de diálisis dinámica (bolsa de diálisis con un Mw de corte de 8-12 kDa) a pH 5,0, 7,4 y 9,0 PBS, respectivamente, a 37 ° C. La concentración de fármaco se calculó usando una curva de calibración estándar. La eficiencia de encapsulación = W ₁ / W ₂ × 100%, donde W ₁ representa el peso de RV en NP de HRP-RGD y W ₂ es el peso de RV agregado. Lanzamiento acumulativo = W _a / W _b × 100%, donde W _a representa la cantidad de RV liberada y W _b es el VD total presente en NP HRP-RGD.

Ensayo de hemólisis in vitro

El ensayo de hemólisis in vitro se realizó como se describe en trabajos anteriores [26]. En detalle, se mezclaron 0,2 ml de glóbulos rojos (RBC, en PBS) con 0,8 ml de NP de HRP-RGD (en PBS) a concentraciones predeterminadas (10, 50, 100 y 200 μg / ml). Los glóbulos rojos incubados con agua desionizada o PBS se establecieron como control positivo o negativo, respectivamente. Después de incubar a 37 ° C durante 3 h, el conjunto de suspensiones anterior se centrifugó a 10.000 rpm durante 1 min y la absorbancia de los sobrenadantes a 541 nm se controló mediante un espectrómetro UV-Vis. Relación hemolítica =(DO _t - OD _nc ) / (OD _pc - OD _nc ) × 100%, donde OD _t , OD _pc y OD _nc son la absorbancia del sobrenadante de la muestra de prueba, controles positivos y negativos, respectivamente.

Cultivo celular

Se adquirieron células PANC-1 de tumor pancreático humano del Banco de células de la colección de cultivos tipo de la Academia de Ciencias de China (Shanghai, China) y se cultivaron en medio DMEM complementado con FBS al 10% y penicilina-estreptomicina al 1% en una incubadora humidificada (5% CO ₂ ) a 37 ° C.

Captación celular

Para la captación celular, se utilizó FITC para etiquetar los NP de HRP-RGD. Las células PANC-1 se adhirieron a portaobjetos de vidrio en placas de 6 pocillos y se incubaron con NP de HRP, NP de HRP-RGD + bloqueo de RGD libre y NP de HRP-RGD a la misma concentración de FITC marcado durante 5 h, respectivamente. Y luego, las células se lavaron con PBS tres veces y se fijaron con 0,2 mL de glutaraldehído, seguido de tinción con DAPI durante 10 min. Las imágenes de fluorescencia de las células fueron capturadas por el microscopio confocal de barrido láser (Leica TCS SP8 CARS, Wetzlar, Alemania).

Además, las relaciones de absorción de NP de HRP, NP de HRP-RGD + bloqueo de RGD libre y NP de HRP-RGD a la misma concentración de FITC marcado por células PNAC-1 se analizaron mediante citometría de flujo (FCM, FACSCalibur, FACSCanto II) midiendo la fluorescencia FITC. Se registraron diez mil células para cada análisis FCM. La fluorescencia FITC se excitó con un láser de 488 nm.

Citotoxicidad in vitro

La citotoxicidad de las NP HP-RGD, el portador de RV, se llevó a cabo utilizando un ensayo estándar del kit de recuento de células 8 (CCK-8) (Bestbio, China). Células PNAC-1 (1 × 10 ⁵ células / ml, 0,5 ml) se sembraron en una placa de 96 pocillos y se cultivaron durante 24 h. Después de desechar los medios viejos, se incubaron medios frescos que contenían 10, 50, 100 y 200 μg / ml de NP de HRP-RGD con células PNAC-1 durante 24 h. Se utilizó PBS para lavar suavemente las células tres veces. A continuación, se añadió a cada pocillo una solución de trabajo de 100 μL de CCK-8 (10% CCK-8 + 90% DMEM), seguido de incubación a 37 ° C durante 0,5 h. El valor de absorbancia a 450 nm se detectó usando un lector de microplacas (Infinite 200 Pro, Tecan, Austria). Además, la eficacia anticancerosa in vitro del RV (disuelto en DMSO), los NP de HRP y los NP de HRP-RGD con la misma concentración de RV contra las células PNAC-1 se evaluó mediante el ensayo CCK-8 mencionado anteriormente. Todos los experimentos se realizaron en cuádruples ocasiones. Además, el examen morfológico de apoptosis se detectó mediante tinción Hoechst 33258. La fluorescencia de Hoechst 33258 en las células se observó y registró mediante microscopio confocal de barrido láser.

Modelo animal

Se adquirieron ratones desnudos Balb / c, de 4 a 5 semanas, de Shanghai Slac Laboratory Animal Co. Ltd. (Shanghai, China). Todos los experimentos con animales se realizaron de acuerdo con la Guía para el cuidado y uso de animales de laboratorio y fueron aprobados por la Oficina de Administración de Animales de Laboratorio de la Universidad Médica de Taishan. Se establecieron modelos de xenoinjerto de tumor subcutáneo en la región posterior derecha de ratones inyectando 1 × 10 ⁶ Células PNAC-1 por ratón, y cuando los tumores exhibían un volumen de aproximadamente 80 mm ³ , estos ratones se dividieron aleatoriamente en diferentes grupos ( n =5) para su uso posterior.

Circulación sanguínea y biodistribución tumoral

A los ratones normales se les inyectó por vía intravenosa RV, NP de HRP y NP de HRP-RGD. Posteriormente, se recolectaron muestras de sangre en diferentes momentos del plexo orbitario. Cada muestra de sangre se disolvió en 900 μL de tampón de lisis. La concentración de RV, NP de HRP y NP de HRP-RGD en la sangre se determinó mediante espectros de absorbancia de RV de cada muestra de sangre solubilizada mediante un espectrómetro de UV-Vis. Las concentraciones de la muestra se definen como el porcentaje de dosis inyectada por gramo de tejido (ID% / g).

La biodistribución en el tumor se realizó en ratones portadores de tumores. Los tejidos tumorales se pesaron y digirieron con solución de agua regia durante la noche a las 24 h después de la inyección intravenosa de RV, NP de HRP y NP de HRP-RGD, respectivamente. La concentración de RV, NP de HRP y NP de HRP-RGD en el tumor se determinó mediante espectros de absorbancia de RV de cada tejido tumoral solubilizado mediante un espectrómetro de UV-Vis. Las concentraciones de la muestra se definen como el porcentaje de dosis inyectada por gramo de tejido (ID% / g).

Eficacia anticáncer in vivo

Los ratones de diferentes grupos fueron inyectados por vía intravenosa con solución salina, RV, NP de HRP y NP de HRP-RGD (la dosis es igual a RV, n =5, 10 mg / kg). Durante el tratamiento, se controlaron cada 3 días los tamaños de los tumores y los pesos corporales de los ratones portadores de tumores. El volumen del tumor se calculó mediante la fórmula: V =(Largo × ancho ² ) / 2. Volumen relativo del tumor = V / V ₀ , donde V ₀ era el volumen del tumor antes del tratamiento inicial.

Examen de histología

Se inyectaron por vía intravenosa a ratones desnudos Balb / c sanos de diferentes grupos solución salina (control), RV, NP de HRP y NP de HRP-RGD (la dosis igual a RV, n =5, 5 mg / kg). Después de 35 días, se sacrificaron los ratones y se recogieron el corazón, hígado, bazo, pulmón y riñón. Los órganos principales obtenidos se fijaron con paraformaldehído al 4% durante la noche. Posteriormente, estos órganos se deshidrataron en sacarosa al 25%, se seccionaron en rodajas de 5 μm y se tiñeron con hematoxilina y eosina (H&E). Se tomaron imágenes de las secciones teñidas bajo un microscopio de contraste de fase invertida.

Resultados y discusión

Síntesis y caracterización de NP de HRP – RGD

De acuerdo con un método de desolvatación simple [24], el RV fue encapsulado por HSA, dando como resultado nanopartículas HSA-RV. Después de lo cual, la superficie de las nanopartículas de HSA-RV se funcionalizó covalentemente con HS-PEG-RGD mediante el reticulador tradicional SPDP [25], formando NP de nanocompuestos HRP-RGD. Las NP de HRP y las NP de HRP-RGD mostraron una distribución del tamaño de partícula unimodal y estrecha (Fig. 1a, b). Después de conjugar RGD en la superficie de las NP de HRP, el tamaño medio de las nanopartículas aumentó de 113 ± 3,1 nm a 120 ± 2,6 nm. Además, las NP de HRP y las NP de HRP-RGD exhibieron una morfología de forma esférica homodispersa (Fig. 1c, d).

Distribución del tamaño de partícula de los NP de HRP ( a ) y NP HRP – RGD ( b ). Imágenes SEM de NP HRP ( c ) y NP HRP – RGD ( d )

Se tomaron espectros de UV-Vis y fluorescencia para confirmar la presencia de RV en las NP de HRP-RGD. Como se muestra en la Fig. 2a, las NP de HRP y las NP de HRP-RGD presentaron picos de absorbancia para RV a 304 nm, lo que indica la presencia de RV en ambas nanopartículas. Además, las NP de HRP y las NP de HRP-RGD mostraron señales de fluorescencia de RV a una longitud de onda de excitación de 325 nm, lo que concuerda con los espectros de fluorescencia de RV (Fig. 2b). Estos resultados demuestran que RV conserva sus propiedades ópticas después de la conjugación con NP HRP y NP HRP-RGD.

un Los espectros de absorbancia de RV libre, NP de HRP y NP de HRP-RGD. b Los espectros de fluorescencia de RV libre, NP de HRP y NP de HRP-RGD

Carga y liberación de RV

La Figura 3a muestra la curva de cambio de eficiencia de encapsulación de RV en NP de HRP-RGD al aumentar la concentración de RV. La EE máxima del RV de los PN HRP-RGD obtenidos fue del 62,5 ± 4,21%. Además, como se ve en la Fig. 3b, los NP de HRP-RGD exhibieron la tasa de liberación de RV más alta de 58.4.2 ± 2.8% después de 60 ha 37 ° C y pH 5.0 en comparación con la tasa de liberación obtenida a pH 6.5, pH 7.4, y pH 9,0 a 37 ° C. Se ha informado que el pH sanguíneo normal es de 7,4, mientras que el tejido tumoral es ligeramente ácido [27]. Esto demuestra ser una característica beneficiosa del uso de NP HRP-RGD en la terapia tumoral.

un Eficiencia de encapsulación de RV como función de las concentraciones de RV añadidas. b Perfil de liberación in vitro de RV de NP HRP-RGD en pH 5,0, 6,5, 7,4 y 9,0 a 37 ° C

Biocompatibilidad in vitro

La Figura 4a, b muestra imágenes de NP de RV y HRP-RGD disueltos en DMSO en PBS a 4 ° C después de 7 días. El primero muestra materia sólida como un cristal acicular, mientras que el segundo tiene muchas partículas esféricas micro y homodispersas, lo que indica la estabilidad mejorada del RV después de la encapsulación por nanopartículas de HSA. Además, el tamaño medio de las NP de HRP-RGD en agua, DMEM, PBS y FBS no mostró casi ninguna variación durante 4 semanas (Fig. 4c), lo que demuestra la alta estabilidad coloidal de las NP de HRP-RGD, muy probablemente atribuidas al PEG y Encapsulación HSA.

La imagen de microscopio de a RV libre (disuelto en DMSO) en PBS y b NP HRP-RGD en PBS después de 7 días. c Ensayo de estabilidad coloidal de NP HRP-RGD en diferentes medios (agua, DMEM, PBS y FBS). d La estabilidad de la fluorescencia del RV en NP HRP-RGD después de 4 semanas. e Relación de hemólisis de los glóbulos rojos después de 1 h de incubación con NP de HRP-RGD a diferentes concentraciones. El recuadro muestra la fotografía de glóbulos rojos expuestos a agua destilada, PBS y NP de HRP-RGD con diferentes concentraciones seguidas de centrifugación

La Figura 4d muestra la estabilidad fluorescente de NP de RV y HRP-RGD en solución acuosa a 4 ° C. Después de 4 semanas de almacenamiento, la intensidad de fluorescencia del RV de los NP de HRP-RGD permaneció en más del 96,8% de sus intensidades iniciales; sin embargo, la fluorescencia del RV descendió rápidamente al 12,1% de su intensidad inicial, probablemente debido a la precipitación del RV fuera de la solución [10], lo que indica además la estabilidad de los NP de HRP-RGD en comparación con el RV libre. Además, como se muestra en la figura 4e, no se detectó ningún fenómeno de hemólisis significativo para los glóbulos rojos tratados con NP HRP-RGD por debajo de 200 μg / ml, similar al del grupo tratado con PBS de control negativo, lo que ilustra la excelente hemocompatibilidad de las NP HRP-RGD . Estos resultados sugieren que la encapsulación de HSA mejoró la estabilidad y la biocompatibilidad in vitro del RV, lo cual es beneficioso para aplicaciones biomédicas.

Captación celular

Los NP de HRP y los NP de HRP – RGD fueron etiquetados por FITC. Como se muestra en la Fig. 5a, los núcleos mostraron fluorescencia azul, que fueron teñidos por DAPI. Se observó una fluorescencia verde intensa (señal FITC) en la región perinuclear de las células PANC-1 tratadas con NP HRP-RGD, lo que muestra que una cantidad suficiente de NP HRP-RGD ingresó al citoplasma. Por el contrario, se mostró muy poca fluorescencia verde en las células PANC-1 tratadas con HRP NPs. Además, las células PANC-1 pretratadas con RGD libre también exhibieron una fluorescencia verde suave, probablemente atribuida a que el receptor RGD en la superficie de PANC-1 está bloqueado por RGD libre. La tasa de absorción celular de las nanopartículas fue detectada por FCM, que fue de 16,2 ± 4,9%, 7,1 ± 5,1% y 58,5 ± 3,5% para las NP de HRP, NP de HRP-RGD con bloqueo de RGD y PANC tratada con NP de HRP-RGD. 1 celdas, respectivamente (Fig. 5b). Estos resultados demuestran que la molécula objetivo RGD puede facilitar la captación de alta eficiencia de NP de HRP-RGD por las células PANC-1 [28, 29].

un Imágenes de fluorescencia confocal de células PANC-1 después de la incubación con NP HRP, NP HRP-RGD con bloqueo RGD y NP HRP-RGD marcadas con FITC. Verde y colores azules representan núcleos de células teñidos con fluorescencia FITC y DAPI, respectivamente. Barra de escala =20 μm. b La captación celular cuantitativa de células PANC-1 hacia NP de HRP, NP de HRP-RGD con bloqueo de RGD y NP de HRP-RGD mediante citometría de flujo

Citotoxicidad in vitro

La Figura 6a muestra la citotoxicidad de las NP HP-RGD con un rango de concentración de 0 a 200 μg / mL mediante el ensayo CCK-8, en el que la viabilidad de las células PANC-1 se mantuvo por encima del 90%. Se sugirió que los niveles de NP de HP-RGD portadores de RV por debajo de 200 μg / ml no tenían citotoxicidad significativa. Además, también se evaluó el efecto anticanceroso de los NP de HRP-RGD in vitro. La Figura 6b muestra que RV libre, NP de HRP y NP de HRP-RGD a concentraciones de RV que oscilan entre 0 y 50 μg / mL indujeron una disminución en la viabilidad celular de una manera dependiente de la dosis. En comparación con las NP de RV y HRP libres, las NP de HRP-RGD pueden provocar la mayor disminución de la viabilidad celular en todas las concentraciones de prueba, probablemente debido a la estabilidad y los efectos de focalización de RGD de las NP de HRP-RGD a las células PANC-1 [30, 31] . Además, los núcleos de las células PANC-1 tratadas con RV libre, NP de HRP y NP de HRP-RGD (todas a 30 μg / ml de RV) se tiñeron con Hoechst 33258 y se observaron con un microscopio de fluorescencia confocal. Las células tratadas con NP de HRP y NP de HRP-RGD mostraron la presencia de núcleos picnóticos, en consonancia con las células tratadas con RV (Fig. 6c-f), lo que indica que el tipo de muerte celular más probable es la apoptosis [32].

un Viabilidad celular de las células PANC-1 después del tratamiento con NP HP-RGD durante 24 h. b Viabilidades celulares de las células PANC-1 después de la incubación con diferentes concentraciones de RV, NP de HRP y NP de HRP-RGD. El núcleo de las células PANC-1 tratadas con PBS ( c ), RV ( d ), NP de HRP ( e ), PN HRP – RGD ( f ) teñido con Hoechst 33258 después del tratamiento durante 24 h. Las imágenes se grabaron con una cámara digital. Barra de escala =20 μm. Flechas rojas representan los núcleos de las células picnóticas

Circulación sanguínea y biodistribución tumoral

La Figura 7a muestra el tiempo de circulación sanguínea de RV libre, NP de HRP y NP de HRP-RGD después de la inyección intravenosa en ratones. Puede verse que los NP de HRP y los NP de HRP-RGD tienen casi el mismo tiempo de vida media ( t _1/2 ) de 7,5 ± 0,5 hy t _1/2 =6,57 ± 0,9 h, respectivamente. Mientras que el RV libre se eliminó rápidamente del sistema circulatorio de sangre y t _1/2 =1,21 ± 0,09 h. Los NP de HRP-RGD prolongaron el tiempo de circulación sanguínea del RV, aumentando aproximadamente 5,43 veces ( t _1/2 ). Además, 24 h después de la inyección con las nanopartículas, el contenido de RV en el tejido tumoral del grupo tratado con NP HRP-RGD fue aproximadamente 3,01 y 8,1 veces mayor que el de los grupos tratados con NP HRP y RV libre. , respectivamente (Fig. 7b). Estos resultados indican que la encapsulación de HSA y PEG podría prolongar el tiempo de circulación para disminuir la eliminación de RV y mostrar un rendimiento de acumulación selectiva significativa en el tejido tumoral [33, 34], probablemente debido a la permeabilidad y retención mejoradas (EPR) y la focalización de RGD efecto [35].

un Curvas de circulación sanguínea de RV libre, NP de HRP y NP de HRP-RGD en ratones después de la inyección intravenosa determinada por la absorbancia de RV a partir del lisado de tejido diluido. b Contenido de RV en tumor a las 24 h del tratamiento con RV, NP HRP y NP HRP-RGD. c El volumen tumoral relativo de los ratones portadores de tumores después de la inyección intravenosa con solución salina (control), RV, NP de HRP y NP de HRP-RGD. d Peso corporal de los ratones portadores de tumores después de la inyección intravenosa de solución salina (control), RV, NP de HRP y NP de HRP-RGD

Eficacia anticáncer in vivo

La Figura 7c muestra la eficacia anticancerígena de RV libre, NP de HRP y NP de HRP-RGD a la misma concentración de RV después de la inyección intravenosa en la cola. Como control, los ratones se trataron con solución salina. Los ratones tratados con HRP-RGD NPs mostraron un crecimiento tumoral significativamente suprimido y ninguna recaída después de 35 días de tratamiento. Mientras que los grupos tratados con RV libre, NP de HRP, similares al grupo de control, mostraron un crecimiento tumoral en constante aumento. Como se esperaba, el peso corporal de los ratones en todos los grupos no disminuyó significativamente durante los 35 días de tratamiento (Fig. 7d). Además, la toxicidad sistémica in vivo se evaluó adicionalmente mediante tinción con H&E de los órganos principales (corazón, hígado, bazo, pulmón y riñón) después de tratamientos de 35 días (Fig. 8). No se encontró ninguna toxicidad o anomalía tisular apreciable en las imágenes de tinción de H&E tisular correspondientes de todos los grupos probados, lo que garantizó aún más la seguridad in vivo de los NP de HRP-RGD para aplicaciones biomédicas.

Las imágenes de tinción HE representativas del corazón, hígado, bazo, riñón y pulmón. Barra de escala =100 μm

Conclusiones

En resumen, hemos ilustrado cómo los NP de HRP-RGD se pueden utilizar como un agente terapéutico altamente eficaz que se dirige a un tumor pancreático. Se demostró que las NP de HRP-RGD exhibían una estabilidad coloidal y una biocompatibilidad mejoradas in vitro en comparación con el RV libre. RGD como molécula diana promovió la captación celular altamente eficiente de NP de HRP-RGD. Con la presencia de PEG y HSA, los NP de HRP-RGD mostraron un tiempo de circulación significativamente prolongado que puede superar la circulación sanguínea corta del VD libre. Basado en la focalización de RGD, el contenido de NP de HRP-RGD en el tejido tumoral fue mayor que el de NP de RV y HRP libres. Además, los estudios in vitro e in vivo mostraron que, en comparación con las NP de RV y HRP libres, las NP de HRP-RGD presentan un excelente efecto anticanceroso probablemente inducido por la apoptosis. Por último, los NP de HRP-RGD mostraron una alta biocompatibilidad y ninguna toxicidad sistémica significativa in vivo durante 35 días de tratamiento. Estos resultados demuestran que los NP de HRP-RGD pueden ser un agente de quimioterapia tumoral prometedor en futuras aplicaciones biomédicas.

Abreviaturas

CCK-8:

Kit de conteo de células 8

FBS:

Suero fetal bovino

FITC:

Isotiocianato de fluoresceína

HSA:

Albúmina de suero humano

PBS:

Tampón de fosfato

PEG:

Polietilenglicol

RGD:

Arginina-glicina-aspartato

RV:

Resveratrol

Membranas compuestas que contienen nanopartículas de intercambiadores de iones inorgánicos para la desalación electrodialítica de glicerol Puntos cuánticos de bismuto en pozos cuánticos de GaAsBi / AlAs recocidos