Nanopartículas de quitosano funcionalizadas con biotina y sensibles a redox, recubiertas con ficocianina para la administración dirigida de curcumina

Resumen

En este trabajo se diseñaron nanopartículas de quitosano oligosacárido-ditiopropiónico-curcumina funcionalizadas con biotina (BCSC) y cargadas con curcumina (CUR), recubiertas con ficocianina (PC), denominadas CUR-BCSC@PCs, con el objetivo de mejorar la biocompatibilidad de la CUR. La estructura del BCSC se confirmó mediante ¹H-RMN. Las CUR-BCSC@PCs, con un diámetro hidrodinámico promedio de 160,3 ± 9,0 nm, mostraron una excelente estabilidad gracias a la corona proteica biomimética, lo que les confiere potencial para evitar la adsorción de proteínas en la circulación sanguínea. Los experimentos de liberación in vitro verificaron que las CUR-BCSC@PCs, con capas sensibles a redox, responden a altas concentraciones de glutatión. Además, las CUR-BCSC@PCs aumentaron eficazmente la actividad inhibitoria sobre la proliferación de células A549 al mejorar la captación intracelular de CUR. Estos resultados indican que las CUR-BCSC@PCs tienen grandes perspectivas de aplicación en la terapia del cáncer como transportadores eficaces de fármacos.

Antecedentes

El quitosano oligosacárido (COS), con estructura de β-(1-4)-D-glucosamina enlazada, es un producto de despolimerización obtenido principalmente por desacetilación e hidrólisis enzimática de quitosano o quitina, derivados de exoesqueletos de artrópodos o paredes celulares de hongos [1, 2]. Cabe destacar que los metales pesados y colorantes pueden eliminarse mediante quitosano y sus formas modificadas, donde el quitosano actúa como adsorbente [3]. Numerosos estudios han demostrado que el COS posee diversas propiedades biológicas, como actividad anticancerígena, antiinflamatoria, antioxidante e inmunoestimuladora [4]. El COS se considera un material transportador de fármacos no tóxico, debido a su biocompatibilidad, alta solubilidad en agua y modificabilidad química [5, 6].

Para mejorar la solubilidad de fármacos anticancerígenos hidrofóbicos y reducir la toxicidad en tejidos normales, los investigadores han estudiado copolímeros que se autoensamblan en micelas de un rango de tamaño determinado [7, 8]. Estos ensamblajes copoliméricos pueden alcanzar y penetrar el sitio tumoral de forma pasiva o activa. Las micelas constan de dos secciones funcionales: el núcleo, donde se encapsulan los fármacos hidrofóbicos, y la corona o capa externa, que controla las propiedades farmacocinéticas in vivo [8]. Wang et al. [9] injertaron ácido desoxicólico en cadenas de COS mediante modificación química para formar copolímeros en bloque anfifílicos, que se autoensamblan en micelas en disolventes inorgánicos de bajo coste. El núcleo hidrofóbico de las micelas contenía quercetina, lo que mejoró enormemente la solubilidad en agua de los fármacos anticancerígenos y, a su vez, aumentó la biodisponibilidad de la quercetina.

La curcumina (CUR) es uno de los principales componentes químicos de la cúrcuma [10]. En los últimos años, muchos investigadores han estudiado las propiedades anticancerígenas de la CUR, confirmando que este compuesto puede influir en el crecimiento de células tumorales mediante diversas vías de señalización y potenciar el sistema inmunitario [11]. Además, la CUR es un fotosensibilizador con buenas propiedades fotodinámicas [12]. Por tanto, la CUR es un fármaco prometedor para la terapia del cáncer. Sin embargo, su pobre solubilidad, estabilidad y biodisponibilidad limitan su aplicación clínica [13]. Para mitigar estas desventajas, muchos investigadores han mejorado la biodisponibilidad de la CUR mediante sistemas de administración de fármacos. Por ejemplo, Chen et al. [14] diseñaron un nuevo tipo de transportador de fármacos con doble sensibilidad al pH, que mejoró la solubilidad en agua de la CUR y potenció su efecto en el tratamiento tumoral.

La ficocianina (PC), obtenida principalmente de cianobacterias, es una proteína pigmentaria captadora de luz soluble en agua, que desempeña un papel en la captura y transferencia de energía luminosa a energía química durante la fotosíntesis [15]. La PC ejerce múltiples propiedades biológicas, como actividad anticancerígena [16], antiinflamatoria y antioxidante, que han atraído gran atención en los campos de la alimentación y la medicina [15, 17]. Hao et al. [16] descubrieron que la PC inhibe el crecimiento de células de cáncer de pulmón de células no pequeñas mediante la regulación a la baja de la proteína adaptadora que contiene el dominio Toll/interleucina-1 (TIRAP). Además, la PC también se utiliza en la terapia fotodinámica (TFD) de tumores como agente excelente sin efectos secundarios [18, 19, 20]. La utilización de la PC como sondas fluorescentes requiere su conjugación con elementos de identificación específicos como biotina, anticuerpos y estreptavidina [21, 22]. La biotina, una vitamina hidrosoluble, es un micronutriente esencial en el cuerpo humano, con propiedades de direccionamiento tumoral [23]. Las proteínas receptoras específicas de biotina, como avidina, neutravidina y estreptavidina, se sobreexpresan en la superficie de varias células cancerosas en comparación con las células normales [24, 25]. Por tanto, las nanopartículas biotiladas se han estudiado ampliamente como sistemas de administración de fármacos mediante endocitosis mediada por receptores [24].

En el presente estudio, se construyó un nuevo tipo de nanotransportador funcionalizado con PC, y la preparación de CUR-BCSC@PCs se presenta en la Fig. 1. El enlace disulfuro entre COS y CUR contribuyó a la sensibilidad reductiva del material transportador anfifílico [26]. La CUR se ubicó en el núcleo hidrofóbico interno protegido por la capa COS/PC. La interacción entre biotina y PC y la interacción electrostática entre el COS cargado positivamente y la PC cargada negativamente se utilizaron para modificar la PC en la superficie de las CUR-BCSCs. Se esperaba que las CUR-BCSC@PCs llegaran a los tejidos tumorales gracias a la permeabilidad mejorada, el efecto de permeabilidad y retención incrementada (EPR) y el efecto de direccionamiento del receptor de biotina [27]. En el microambiente tumoral, que presenta una concentración de glutatión más alta que las células normales, las CUR-BCSC@PCs se desintegraron mediante reacciones de intercambio tiol-disulfuro, logrando una alta concentración del fármaco en las células tumorales [23, 28, 29]. El sistema nano-transportador CUR-BCSC@PC descrito en este artículo no solo mejoró la biodisponibilidad de la CUR, sino que también tiene el potencial de ser eficaz en el tratamiento clínico de tumores.

Materiales y Métodos

Materiales

La CUR se adquirió de Zhanyun Chemical Co., Ltd. (Shanghái, China). El COS se obtuvo de Shandong Weikang Biomedical Science and Technology Co., Ltd. La PC provenía de Zhejiang Binmei Biotechnology Co., Ltd. El ácido 3,3-ditiopropiónico se adquirió de Adamas Reagent Co., Ltd. (Shanghái, China). El clorhidrato de carbodiimida carbonizada (EDCI), dimetilamino piridina (DMAP), tetrahidrofurano (THF), cloruro de oxalilo y biotina se obtuvieron de Aladdin Chemistry Co., Ltd. El L-glutatión (GSH) y Hoechst 33342 se adquirieron de Sigma-Aldrich (Shanghái, China). Las bolsas de diálisis (PMCO 300 Da) se obtuvieron de Beijing Biotopped Technology Co., Ltd. La formamida fue preparada por Tianjin Fuyu Fine Chemical Co., Ltd. El agua desionizada se preparó en el laboratorio.

Se eligió una línea celular A549 (células de carcinoma pulmonar humano) (Bena Culture Collection, Pekín, China) para evaluar la citotoxicidad del nuevo nanotransportador. Las células A549 se cultivaron en DMEM (Saiersi Biotechnology Co., Ltd., Shandong, Yantai, China). El suero fetal bovino (SFB) se obtuvo de Hyclone (Logan, UT, EE. UU.). Penicilina y estreptomicina se adquirieron de Sigma-Aldrich (Shanghái, China). El 3-(4,5-dimetil-2-tiazolil)-2,5-difenil-2-H-tetrazolio bromuro (MTT) también se obtuvo de Sigma-Aldrich (Shanghái, China).

Síntesis de CUR-BCSC@PCs

Las rutas sintéticas para preparar CUR-BCSC@PCs se muestran en la Fig. 2. Los procedimientos experimentales detallados se describen a continuación.

Síntesis de COS-S-S-CUR

El COS funcionalizado con ácido 3,3-ditiopropiónico se sintetizó por esterificación catalizada por cloruro de ácido mediante una reacción en dos etapas.

Etapa 1: El ácido 3,3-ditiopropiónico (42,05 mg, 0,25 mmol) y THF seco (4 mL) se cargaron en un matraz de fondo redondo ámbar con agitador para disolver el ácido. Luego se añadió cloruro de oxalilo (0,3 mmol) diluido con THF al matraz, colocado en baño de hielo. La reacción se mantuvo a 35 °C. Tras agitar durante 3 h, el cloruro de oxalilo no reaccionado se eliminó por evaporación rotatoria. El Producto 1 se preparó mediante los pasos anteriores. La CUR se disolvió en 3 mL de THF, conteniendo 34 μL de trietilamina, que se añadió gota a gota al matraz que contenía el Producto 1 en condiciones de baño de hielo y luego se agitó durante 15 min. Posteriormente, la mezcla se agitó a 50 °C bajo atmósfera de nitrógeno durante 6 h. El producto obtenido se sometió a destilación rotatoria para eliminar trietilamina y THF y luego se purificó por cromatografía en columna para obtener el producto puro HOOC-S-S-CUR.

Etapa 2: El producto puro HOOC-S-S-CUR se activó con EDCI (1,2 eq) y DMAP (1,2 eq) en formamida durante 2 h. Posteriormente, se añadió COS disuelto en 4 mL de formamida y se agitó a 55 °C durante 12 h. Al finalizar la reacción, la solución se dializó con una bolsa de diálisis (PMCO 300 Da) y se liofilizó durante 12 h.

Síntesis de BCSC y Biotina-COS

En breve, biotina, EDCI y DMAP se disolvieron en 3 mL de formamida y se transfirieron a un matraz de fondo redondo ámbar. Tras agitar durante 2 h a 30 °C, el COS-S-S-CUR disuelto en 3 mL de formamida se añadió gota a gota al matraz. La reacción se mantuvo a 45 °C durante 2 días. Los productos finales se dializaron (PMCO 300 Da) en agua desionizada y se sometieron a centrifugación y liofilización para obtener el BCSC sensible a redox. Además, la síntesis de biotina-COS se realizó con el mismo método para unir biotina a las cadenas de COS.

El ¹H-RMN de COS-S-S-CUR, BCSC y biotina-COS se midió utilizando una mezcla de DMSO-D₆ y D₂O como disolvente.

Preparación de micelas CUR-BCSCs cargadas con CUR

Las CUR-BCSCs se prepararon mediante el método de autoensamblaje. Diez miligramos de BCSC se disolvieron en 4 mL de formamida y luego se mezclaron con 1 mL de solución de CUR (1 mg/mL) disuelta en formamida. La solución mezclada se dializó usando una bolsa de diálisis (PMCO 300 Da) en agua desionizada durante 24 h, cambiando el agua desionizada cada 2 h. Las CUR-BCSCs se filtraron usando membranas de poros de 800 nm, 450 nm y 220 nm.

Preparación de CUR-BCSC@PCs

Las CUR-BCSCs preparadas se mezclaron con una solución acuosa de PC (1,0 mg/mL) e incubaron durante 30 min a 4 °C. Posteriormente, la PC se eliminó usando un filtro centrífugo de 100 kDa y se lavó con agua tres veces. El producto final (CUR-BCSC@PC) se almacenó a 4 °C en oscuridad para su posterior estudio.

Caracterización

Las mediciones de dispersión láser dinámica (DLS) se realizaron en un Analizador de Partículas Delsa Nano C (Beckman Coulter Inc.) para observar el tamaño de partícula, potencial zeta e índice de polidispersidad (PI). La morfología de CUR-BCSCs y CUR-BCSC@PCs se confirmó mediante mediciones de microscopía electrónica de transmisión (TEM, H-600; Hitachi, Tokio, Japón).

Eficiencia de Encapsulación (EE) y Capacidad de Carga de Fármaco (DL)

Se utilizó HPLC (Agilent 1260GB12C) para determinar la EE y DL de las nanopartículas. Primero, 2 mL de CUR-BCSCs o CUR-BCSC@PCs se mezclaron con 3 mL de acetonitrilo y se desmulsificaron por ultrasonido, añadiéndose acetonitrilo hasta 10 mL. Antes de la medición, la temperatura de la columna Phenomenex C18 (250 mm × 4,6 mm, 5 μm) se ajustó a 25 °C, mientras que la velocidad de flujo de la fase móvil se fijó en 1,0 mL·min⁻¹. La proporción de ácido acético glacial al 0,5% a acetonitrilo fue 40:60 (v/v). En el proceso de detección, con una longitud de onda de detección de 425 nm, se inyectaron 20 μL de muestras [30]. Se utilizaron las siguientes fórmulas para calcular la EE y DL:

EE% = (Peso de Cur en las nanopartículas / Peso de Cur de alimentación) × 100%

DL% = (Masa de Cur en las nanopartículas / Masa de las nanopartículas) × 100%

Prueba de Estabilidad In Vitro

Se preparó solución salina fosfatada (PBS) conteniendo GSH (0, 20 μM, 10 mM) y se trató con CUR-BCSC@PCs durante 4 h para observar los cambios en el tamaño de partícula bajo diferentes concentraciones de glutatión a 37 °C. Además, el diámetro hidrodinámico de CUR-BCSC@PCs se investigó en solución PBS usando un Analizador de Partículas Delsa Nano C (Beckman Coulter Inc.) a 37 °C en diferentes puntos temporales (4, 8, 12 y 24 h).

Liberación In Vitro de CUR desde CUR-BCSC@PCs

Los comportamientos de liberación in vitro de CUR desde CUR-BCSC@PCs se investigaron mediante el método de diálisis. Se prepararon soluciones PBS conteniendo glutatión (GSH: 20 μmol/L, 1 mmol/L, 5 mmol/L, 10 mmol/L) y se añadió 0,5% Tween 80. Se añadió 45 mL de tampón PBS con diferentes concentraciones de GSH a tubos de centrífuga de 50 mL; luego se colocó una bolsa de diálisis conteniendo 1 mL de CUR-BCSC@PCs en cada tubo, que se agitó a 37 °C. En diferentes puntos temporales (0,2, 1, 4, 8, 12, 24, 48, 72 h), se recogieron 2 mL de medio de liberación y se añadió medio fresco del mismo tipo para mantener el volumen inalterado. Se utilizó HPLC para determinar la concentración de CUR en el medio de liberación recogido.

Cultivo Celular

Las células de carcinoma pulmonar humano A549 se cultivaron en DMEM, que incluía 10% SFB y 1% penicilina-estreptomicina, e incubaron a 37 °C en atmósfera de 5% CO₂ [31, 32].

Inhibición de la Proliferación Celular In Vitro

La citotoxicidad in vitro de CUR libre, micelas BCSC (BCSCs), CUR-BCSCs y CUR-BCSC@PCs contra la línea celular A549 se evaluó mediante un ensayo MTT estándar [33]. Las células A549 se sembraron en placas de 96 pocillos (5000 células por pocillo) durante 24 h para adherirse. El medio original se desechó y se añadieron 100 μL de medio fresco conteniendo CUR libre, BCSCs, CUR-BCSCs y CUR-BCSC@PCs (0,1, 1, 5, 10, 15 y 20 μg/mL basados en CUR) y se cultivaron durante 24 h. Los pocillos sin administración se usaron como controles en blanco. Las células se sometieron a ensayo MTT retirando el medio y añadiendo 20 μL de solución MTT (5 mg/mL). Tras incubar otras 4 h a 37 °C en atmósfera de 5% CO₂, la solución MTT se reemplazó con 150 μL de DMSO para disolver el formazán MTT púrpura. Posteriormente, un lector de microplacas (Thermo Fisher Scientific Co., Waltham, MA) midió la absorbancia de cada pocillo a 570 nm.

Captación y Localización Celular In Vitro

La capacidad de captación celular de CUR-BCSCs y CUR-BCSC@PCs se investigó bajo un microscopio de fluorescencia (FM, Eclipse E400; Nikon Corporation, Tokio, Japón). Las células A549 se sembraron en placas de 24 pocillos a 4 × 10⁴ células por pocillo y se co-incubaron con CUR-BCSCs y CUR-BCSC@PCs (concentración de CUR: 20 μg/mL) a 37 °C en atmósfera humificada con 5% CO₂ durante 1, 2 y 4 h. Las células A549 se lavaron con PBS tres veces tras retirar los medios de cultivo con fármacos. Luego se añadió PBS con 4% paraformaldehído durante 20 min y se lavó con PBS otras tres veces. Los núcleos celulares se tiñeron con Hoechst 33342 durante 15 min y se observaron usando un microscopio de fluorescencia invertido.

Análisis Estadístico

Todos los experimentos se realizaron al menos tres veces y se expresaron como medias ± DE. Las pruebas estadísticas se analizaron usando la prueba t de Student. P < 0,05 se estableció como estadísticamente significativo, y P < 0,01 se consideró altamente significativo.

Resultados y Discusión

Caracterización de COS, COS-S-S-CUR, Biotina-COS y BCSC

Las resonancias características principales de CUR y CH₂-S-S-CH₂ aparecieron en el espectro de ¹H-RMN de COS-S-S-CUR, demostrando la conjugación exitosa de CUR a las cadenas de COS. Comparado con los picos de COS en la Fig. 3(A), las señales características de CUR presentes en la Fig. 3(B) se observaron en la región entre 6,7 y 7,5 ppm y a 3,75 ppm (−OCH₃), mientras que la resonancia de CH₂-S-S-CH₂ a 2,5 ppm permaneció inalterada. Como se muestra en (Fig. 3(C), a, b), los picos de biotina en el espectro de ¹H-RMN de Biotina-COS fueron 0,99 ppm (−CH₂–) y 3,39 ppm (−CH–S–). El espectro de ¹H-RMN de BCSC se muestra en la Fig. 3(D). Las resonancias de CUR (Fig. 3(D), a, e) se observaron en las posiciones correspondientes, y el pico característico de CH₂-S-S-CH₂ (Fig. 3(D), b) se observó nuevamente a 2,5 ppm. Además, la aparición de señales en los picos 0,09 ppm y 3,39 ppm (Fig. 3(D), c, d) verificó la existencia de biotina unida a las cadenas COS-S-S-CUR. Las resonancias características de CUR, CH₂-S-S-CH₂ y biotina mostradas en la Fig. 3(D) son consistentes con las de la Fig. 3(B) y Fig. 3(C), indicando que el material anfifílico BCSC se sintetizó exitosamente.

Caracterización de CUR-BCSCs y CUR-BCSC@PCs

Las morfologías de CUR-BCSCs y CUR-BCSC@PCs se estudiaron mediante microscopía electrónica de transmisión (TEM) (Fig. 4(A, B)). Las CUR-BCSCs mostraron una forma esférica lisa (Fig. 4(A), a) bajo microscopía electrónica, mientras que las CUR-BCSC@PCs poseían una forma aproximadamente esférica con una capa floreciente alrededor (Fig. 4(B), b). Esto indicó que la PC formó una estructura de corona proteica cubriendo las superficies de CUR-BCSCs. Se observó un claro efecto Tyndall de CUR-BCSC@PCs debido a la existencia de abundantes nanopartículas (Fig. 4(C)). El tamaño de partícula, PI, potencial zeta, DL (%) y EE (%) de CUR-BCSCs y CUR-BCSC@PCs se ilustran en la Tabla 1. En la Fig. 5, el tamaño promedio de CUR-BCSCs y CUR-BCSC@PCs fue 97,8 ± 4,2 nm y 160,3 ± 9,0 nm, respectivamente. Mientras tanto, los valores de PI de CUR-BCSCs y CUR-BCSC@PCs fueron 0,181 ± 0,014 y 0,114 ± 0,024, respectivamente, menores que 0,2, indicando la uniformidad de sus tamaños. Los potenciales zeta de CUR-BCSCs y CUR-BCSC@PCs fueron 21,57 ± 0,53 y 12,90 ± 1,93 mV, respectivamente. Debido al recubrimiento de PC electronegativo, el potencial zeta de CUR-BCSCs fue mayor que el de CUR-BCSC@PCs. La EE de CUR-BCSC@PCs fue mayor que la de CUR-BCSCs.

Estabilidad de CUR-BCSC@PCs

Como se muestra en la Fig. 6a, debido a la naturaleza reductiva del enlace disulfuro, este se escindió en PBS conteniendo 10 mM GSH, y las CUR-BCSC@PCs se desintegraron en fragmentos poliméricos que se aglomeraron aumentando el tamaño de partícula de las nanopartículas. Sin embargo, en PBS conteniendo 20 μM GSH, los cambios en el tamaño de partícula fueron menores, mostrando un resultado similar al PBS sin GSH. Como se ilustra en la Fig. 6b, el tamaño de partícula se midió en diferentes tiempos para estudiar la estabilidad de CUR-BCSC@PCs en PBS, y los resultados mostraron que el tamaño de partícula de CUR-BCSC@PCs aumentó lentamente con el tiempo [14].

Respuesta Reductiva de CUR-BCSC@PCs

Está bien establecido que los enlaces disulfuro son inestables en un entorno tumoral reductivo. Los investigadores han utilizado enlaces disulfuro para conectar polímeros hidrofílicos y fármacos hidrofóbicos para preparar fragmentos anfifílicos, que se autoensamblan en agua para formar nanomiscelas. Luego, según las diferencias entre el entorno fisiológico y el tumoral, los enlaces disulfuro se rompen en el sitio tumoral para liberar fármacos [34]. En el presente estudio, se realizó la liberación de fármaco in vitro para verificar si CUR-BCSC@PCs podían presentar una propiedad de liberación esperada. La capacidad de respuesta reductiva de CUR-BCSC@PCs que contienen enlaces disulfuro se investigó tras la activación con GSH. Como se muestra en la Fig. 7, la liberación de CUR desde CUR-BCSC@PCs en el medio con 20 μM GSH a pH 7,4, que simulaba el entorno extracelular, fue extremadamente lenta comparada con un entorno con 10 mM GSH a pH 7,4. Además, comparado con el medio de 20 μM GSH, los 1, 5 y 10 mM GSH mostraron diferencias significativas en el comportamiento de liberación. Con el aumento de la concentración de GSH, la liberación de CUR desde CUR-BCSC@PCs también se promovió, indicando que la liberación del fármaco respondía a la concentración de GSH.

Citotoxicidad In Vitro

Se realizó el ensayo MTT para investigar los efectos citotóxicos de CUR libre, BCSCs, CUR-BCSCs y CUR-BCSC@PCs en líneas celulares A549 [35]. Los datos de viabilidad celular se resumen en la Fig. 8. Todos los preparados de CUR mostraron dependencia de la dosis en términos de inhibición de la proliferación celular. Como se muestra en la Fig. 8, la CUR libre tuvo una capacidad ligeramente menor para inhibir la proliferación celular contra todas las células A549 comparada con CUR-BCSC@PCs y CUR-BCSCs, tras incubación durante 24 h. Para células A549, la actividad anticancerígena de CUR-BCSC@PCs fue mejor que la de BCSCs y CUR-BCSCs, lo que probablemente se debió a una excelente captación celular. Además, CUR-BCSC@PCs mostró una mayor propiedad citotóxica que CUR-BCSCs, indicando que la PC tiene un potencial efecto inhibitorio sobre la proliferación de células A549.

Estudio de Captación Celular In Vitro

Como se muestra en la Fig. 8, las señales de fluorescencia de CUR se observaron en células A549 tratadas con CUR-BCSCs y CUR-BCSC@PCs (CUR: 20 μg/mL) a 1, 2 y 4 h, usando el microscopio de fluorescencia invertido. La CUR, como sonda de fluorescencia verde, también es un fármaco anticancerígeno, utilizado frecuentemente como modelo de fármaco hidrofóbico para desarrollar nuevos y eficientes sistemas de administración de fármacos. Como se ilustra en la Fig. 9a, tanto CUR-BCSCs como CUR-BCSC@PCs fueron absorbidas en líneas celulares A549, y la eficiencia de captación fue dependiente del tiempo. Debido a los receptores de biotina sobreexpresados en la superficie de células cancerosas, las nanomiscelas cargadas con biotina tenían afinidad por las células A549. Las señales de fluorescencia de CUR-BCSC@PCs fueron altas a 4 h, indicando una alta tasa de captación celular de CUR-BCSC@PCs. Las señales de fluorescencia de CUR-BCSC@PCs fueron mayores a 4 h que a 1 h o 2 h; esto demostró que la captación celular era dependiente del tiempo.

Los núcleos de células A549 se tiñeron con Hoechst 33342. Como se muestra en la Fig. 9b, se observaron señales de fluorescencia verde en el citoplasma del grupo de 1 h de CUR-BCSC@PCs, y la fluorescencia apareció gradualmente en los núcleos del grupo de 4 h de CUR-BCSC@PCs, lo que demostró la captación celular mediante endocitosis mediada por caveolas.

Conclusiones

En este estudio, se preparó un tipo de nanopartícula de COS funcionalizada con proteína mediante reacciones de condensación, comportamiento de autoensamblaje e interacción entre PC y CUR-BCSCs. Tras la investigación preliminar, los materiales transportadores anfifílicos (BCSCs) con sensibilidad a redox se sintetizaron exitosamente y verificaron mediante ¹H-RMN. Las superficies de CUR-BCSCs se modificaron con una capa de corona de ficocianina, que pudo mejorar la eficiencia de captación celular y proteger CUR-BCSC@PCs de la adsorción de proteínas plasmáticas. El análisis de citotoxicidad y captación celular indicó que CUR-BCSC@PCs podían transportar CUR al interior de células A549 y poseen una excelente propiedad antiproliferativa. Considerando el efecto TFD de PC y CUR, evaluaremos las propiedades fotodinámicas y la actividad anticancerígena de CUR-BCSC@PCs bajo fototerapia en la próxima fase de esta investigación. Este estudio allanó el camino para la mejora de la eficacia de fármacos anticancerígenos y la introducción de una corona proteica funcional. En resumen, el biomaterial transportador de nanomedicina CUR-BCSC@PCs basado en COS con múltiples funciones ha proporcionado una nueva estrategia para el tratamiento tumoral y exhibe grandes perspectivas de aplicación.

Disponibilidad de Datos y Materiales

Las conclusiones de este manuscrito se basan en los datos que se presentan y muestran en este artículo.

Abreviaturas

BCSC:

Biotina-quitosano oligosacárido-ácido ditiopropiónico-curcumina

COS:

Quitosano oligosacárido

COS-S-S-CUR:

Quitosano oligosacárido-ácido ditiopropiónico-curcumina

CUR:

Curcumina

CUR-BCSC@PCs:

Micelas de biotina-quitosano oligosacárido-ácido ditiopropiónico-curcumina funcionalizadas con ficocianina y cargadas con curcumina

CUR-BCSCs:

Micelas de biotina-quitosano oligosacárido-ácido ditiopropiónico-curcumina cargadas con curcumina

EPR:

Permeabilidad y retención incrementada

PC:

Ficocianina

TFD:

Terapia fotodinámica