Síntesis de nanopartículas de oro utilizando extracto de Mimosa tenuiflora, evaluaciones de citotoxicidad, absorción celular y catálisis

Resultados y discusiones

Síntesis

Mediante inspección visual, se detectó que la síntesis de NPs es muy rápida en ambos sistemas. El color más intenso del sistema AuMt1 que se muestra en el recuadro del archivo adicional 1:La figura S1 indica un mayor contenido de NP de esta síntesis. Esto se debe a que AuMt1 tiene una concentración doble de precursor metálico en comparación con AuMt2. En el archivo adicional 1:Tabla S1, los reactivos utilizados en la síntesis de nanopartículas tienen pH ácido. Archivo adicional 1:La Figura S1 muestra los cambios en el pH de las reacciones a medida que se llevan a cabo las síntesis de AuMtNPs. Las reacciones comienzan en un ambiente ácido (pH <2,65) y, a medida que se desarrolla la síntesis de NP, aumenta la acidez. Esto se debe a la desprotonación de los grupos hidroxilo presentes en las moléculas polifenólicas del extracto de Mt. De hecho, este es el primer paso de un proceso de reducción de óxido que da como resultado la transferencia de electrones del grupo hidroxilo desprotonado a Au ³⁺ iones. Como productos de la reacción de reducción de óxido, Au ³⁺ los iones se reducen a átomos de metal Au ⁰ y se oxida el anillo polifenólico que aporta 2 electrones. El proceso se describe en el recuadro del archivo adicional 1:Figura S1.

Ensayos de espectros UV-Vis, DPPH y polifenoles totales

El espectro UV-Vis del extracto de corteza de Mt se muestra en la Fig. 1a, donde la señal consiste en una banda bien definida con un máximo en 280 nm y un ancho de 50 nm. Este espectro es muy similar al informado para Rumex hymenosepalus extracto de raíz, que tiene un alto contenido de compuestos polifenólicos [49]. La determinación del contenido polifenólico en el extracto de corteza de Mt es importante porque estas moléculas pueden contribuir significativamente como agentes reductores en la síntesis de AuNP, proporcionando los electrones necesarios para la reducción de Au ³⁺ ion a oro metálico (Au ⁰ ). Una vez que se forman las NP, los compuestos polifenólicos se absorben en su superficie proporcionando estabilidad a los nanomateriales.

Caracterización del extracto de Mt. un Espectro UV-Vis de extracto de Mt y b Inhibición de DPPH con análisis ANOVA unidireccional (* p <0.05)

Para el ensayo de DPPH, se observó que para 12.5 mg / L de extracto de Mt, obtuvimos una inhibición del 50% (L50), similar a los valores reportados para Vitamina C y catequinas (46 y 58%, respectivamente). Esto indica que el extracto de Mt posee una capacidad antioxidante muy similar a los compuestos puros usados ​​como controles, Fig. 1b donde diferencias significativas (* p <0.05) de los valores de control están marcados con un asterisco. El valor de 425 mg / g obtenido del ensayo de polifenoles totales indica que casi la mitad de la masa extraída es equivalente a ácido gálico. La alta capacidad antioxidante y el alto contenido polifenólico del extracto de Mt sugieren que puede utilizarse como un buen agente reductor y estabilizador de síntesis de nanomateriales en el marco de la química sostenible [50, 51].

Caracterización

Cinética de formación y espectros UV-Vis AuMt

La Figura 2a muestra una evolución temporal de la absorbancia en un pico SPR de AuNP (550 y 560 nm para AuMt1 y AuMt2, respectivamente) a medida que tiene lugar la reacción de síntesis de nanomateriales. Los datos experimentales concuerdan con la función sigmoidea de Boltzmann [52], donde se observan al menos tres etapas de crecimiento. En el primero, la absorbancia crece lentamente al inicio de la reacción de síntesis cuando Au ³⁺ los iones se reducen a Au ⁰ y forman agregados de unos pocos átomos que se unen para formar pequeños NP. En la segunda etapa, los NP pequeños aumentan su tamaño por crecimiento autocatalítico y la absorbancia crece de manera rápida. En la última etapa, en la recristalización de NP, la absorbancia alcanza su fase estacionaria. Como puede verse en la Fig. 2, se alcanza una absorbancia máxima en 60 s para AuMt1 y 120 s para AuMt2. Curiosamente, la primera etapa de crecimiento es de 20 s para AuMt1, mientras que es casi nula (menos de 1 s) para AuMt2, lo que se explica por la mayor proporción de moléculas reductoras (extracto de Mt) con respecto al precursor metálico. Esto favorece la rápida formación del núcleo en las NP de AuMt2 con respecto a AuMt1; sin embargo, la siguiente etapa de crecimiento de las NP es baja para AuMt2, y se obtienen NP de mayor tamaño. Se ha informado que la síntesis de AuNPs, utilizando maltosa y tween80 como estabilizadores, muestra una cinética de crecimiento con un tiempo de reacción muy similar al informado en este trabajo [53]. En otro informe de síntesis ecológica [54], se señala que la proporción más baja de agentes reductores / precursores genera NP de menor tamaño.

Caracterización UV-Vis de AuMt1 y AuMt2. un Formación cinética y b Espectros UV-Vis

La Figura 2b muestra los espectros de absorción característicos de AuMt en la región comprendida entre 250 y 875 nm. SPR para AuMt1 muestra una banda simétrica con una absorción máxima en 550 nm y un ancho de 200 nm. El pico del plasmón AuMt2 sufre un ligero desplazamiento hacia el rojo localizado ahora en 560 nm con una banda asimétrica y un ancho mayor a 300 nm, que se debe a la diferencia de tamaños entre los dos nanomateriales (d _AuMt1 AuMt2 ) _{1 2} . Se ha informado de un comportamiento similar en la síntesis de AuNP con citrato de sodio como agente reductor, donde el desplazamiento al rojo y la ampliación del plasmón se atribuyen a modos de oscilación más altos que afectan la sección transversal de extinción al aumentar el tamaño de NP [55]. Además, ambos espectros muestran la banda de absorción a 280 nm correspondiente a las moléculas polifenólicas del extracto, lo que sugiere que el extracto de Mt actúa como estabilizador de los AuMtNP.

Tamaño, potencial Zeta y estabilidad de AuMtNPs

Los tamaños de AuMtNP por DLS y potencial Z se probaron en diferentes condiciones para una concentración (50 μg / mL) como se muestra en la Tabla 1. AuMt1 y AuMt2 mostraron valores negativos altos (≤ 30 mV) en agua, que favorecen la estabilidad electrostática de ambas nanopartículas sistemas. Según Qu et al. [56], ζ el valor aumenta gradualmente con el tamaño de NP; en nuestro caso, AuMt1 tiene un tamaño menor que AuMt2 en agua, un tamaño que está controlado por la síntesis de NP. Estos valores de tamaño coinciden con NP ζ valores, donde el mayor ζ corresponde a NP de mayor tamaño. Potenciales Zeta ( ζ ) de AuMtNPs dispersos en s-DMEM presentan valores menos negativos con respecto a los obtenidos en agua ultrapura (Cuadro 1). Esta reducción se puede atribuir a los cationes presentes en DMEM y las proteínas presentes en FBS que cubren las superficies de AuMtNP, lo que provoca una disminución de las interacciones electrostáticas. A pesar de esto ζ reducción, el valor permanece cercano a - 25 mV para ambos sistemas, lo que indica que las nanopartículas conservan su estabilidad electrostática después de la incubación con s-DMEM [57]. Además, la Tabla 1 muestra los resultados obtenidos por DLS para diámetros hidrodinámicos de AuMtNP (2R _H ) medido a 37 ° C en agua ultrapura y medio de cultivo. En s-DMEM, el tamaño de ambos sistemas aumentó debido a la adsorción de proteínas en la superficie de las nanopartículas [58]. Para AuMt1, el crecimiento de 2R _H debido a la proteína corona es de 33,8 nm y para AuMt2 es de 42,9 nm. Se espera que cuanto mayor sea el tamaño de las nanopartículas, mayor será la superficie para la absorción de proteínas [59]. Esto podría explicar el valor ligeramente menor en ζ para AuMt2 en comparación con AuMt1 en s-DMEM. Para AuMt1 y AuMt2, la interacción con las proteínas s-DMEM se debe a las moléculas del extracto que se adhieren a la superficie de la nanopartícula. Estas moléculas difieren ligeramente entre AuMt1 y AuMt2, como se muestra en los resultados de XPS. También medimos el pH de soluciones en el mismo rango de concentración. Se encontró que no hay cambio en el pH y cuyo valor medio estuvo alrededor de 7.5 tanto para AuMt en agua ultrapura como 7.2 en s-DMEM (Cuadro 1).

Archivo adicional 1:La Figura S2 muestra los diámetros hidrodinámicos de AuMtNP cuando se dispersa en agua ultrapura y s-DMEM a 37 ° C, en un rango de concentración entre 25 y 200 μg / mL. Para cada sistema estudiado, el diámetro hidrodinámico no cambia con la concentración de nanopartículas, y solo para AuMt2 s-DMEM a 100 μg / mL, el tamaño de partícula aumenta con respecto a la concentración más baja evaluada, lo que puede indicar procesos de agregación de NP a estas concentraciones. [32].

Espectroscopia infrarroja por transformada de Fourier (FTIR)

El espectro de FTIR, que se muestra en la Fig. 3, corresponde al extracto de Mt, AuMt1 y AuMt2. Las características bandas anchas centradas alrededor de 3250 cm ⁻¹ se asocian con OH fenólicos de taninos y flavonoides principalmente. Picos a 1594 cm ⁻¹ corresponden a la vibración de flexión N-H, a 1705 cm ⁻¹ al estiramiento acíclico de cetonas y la región entre 1000 y 1300 cm ⁻¹ al estiramiento C – O. Picos en el rango de 1600 a 500 cm ⁻¹ se identifican con polifenoles, señales a 1235 y 1160 cm ⁻¹ están relacionados con el estiramiento del enlace C – O aromático, y a 1020 cm ⁻¹ al estiramiento de la banda C – O alifática y a 1235 cm ⁻¹ están específicamente relacionados con la característica de naturaleza cíclica del éter. Estas señales pueden estar asociadas a los compuestos más abundantes en el extracto de Mt como el tanino de Mimosa, la flavona sakuranetina, las saponinas triterpenoides, las chalconas y el N , N -alcaloide de dimetiltriptamina (archivo adicional 1:Figura S3). Las muestras AuMt1 y AuMt2 muestran los mismos picos característicos en la región de los polifenoles, lo que confirma que las NP son estabilizadas por las moléculas de extracto de Mt [60]. Observamos un cambio de 1331 cm ⁻¹ en la banda de ancho y una disminución en la intensidad máxima para AuMt1 y AuMt2 se corresponde con el enlace entre AuNP y el grupo C-H de polifenoles; 1723 cm ⁻¹ se desplaza por oxidación de polifenólicos a compuestos carboxílicos durante la reducción de Au ³⁺ a Au ⁰ [51, 61, 62].

Espectros FTIR. Extracto de Mt (verde), AuMt1 (negro) y AuMt2 (rojo)

Espectroscopía de fotoelectrones de rayos X (XPS)

En el análisis de exploración de la encuesta XPS para AuMt1 y AuMt2, las muestras han mostrado claramente la presencia de oxígeno (O 1 s ), carbono (C 1 s ) y oro (Au 4 f ), cuyos picos se centran alrededor de 532, 284 y 85 eV, respectivamente, como se muestra en la Fig. 4a, b. Se realizaron experimentos de XPS de alta resolución para establecer una abundancia relativa de diferentes grupos funcionales de moléculas que recubren las superficies de AuNP. Au4 f Los espectros XPS de alta resolución para AuMt1 y AuMt2 consisten en dos picos simétricos separados por 3,7 eV (Fig. 4b, e). Picos asociados con 4 f _5/2 spin-orbital coupling are located on binding energy (BE) of 88.6 and 87.7 eV for AuMt1 and AuMt2, respectively. For 4f 7/2, spin-orbital coupling peaks are located on 84.9 and 84.0 eV. The link of intensities (I4f _7/2  > I4f _5/2 ) and location and separation (ΔBE = 3.7 eV) between peaks confirm that gold ions (Au ³⁺ ) are reduced completely to metallic gold Au ⁰ [63]. Au4f signals, for AuMt1, are slightly shifted (~ 0.9 eV) at higher energies with respect to sample AuMt2. This can be explained in terms of NP size differences between samples. AuMt1 has a half population of NPs with size less to 40 nm, while AuMt2 NPs have a mean diameter of 150 nm, determined by TEM. Peak shift for Au4f signals, due to the presence of small NPs, has been reported by other authors who relate the Au4f BE increase with decreasing NP size [64, 65]. Also, the shift effect could be due to the interaction of functional groups capped on surfaces of AuNPs [66]. In Fig. 4c, f, the high-resolution XPS spectra of C1s are shown for AuMt1 and AuMt2. Spectra were deconvoluted by 3 Gaussian bands associated with C=O, C–O, and C–C or C=C. For AuMt1, peaks are centered on 286.9, 286.1, and 284.5 eV, for AuMt2 on 287.0, 286.3, and 284.7 eV, respectively. Comparing the experimental XPS curves for C 1s , we see appreciable differences between AuMt1 and AuMt2. The main difference comes from a significant decrease in AuMt1 of the signal associated with C–O group. Comparing the percentage contributions of each group, obtained from the deconvolutions (Additional file 1:Table S2), we see that in AuMt2 contribution of C–O signal is 27.8% while in AuMt1 is 16.6%. This difference can be explained in terms of the oxide-reduction reaction that gives rise to the process of AuNP formation. The synthesis of AuMt1 is added twice the metal precursor (HAuCl₄ is 0.01 M) than in synthesis of AuMt2. In both cases, the same amount of extract is used as a reducing agent, so in AuMt1, more hydroxyl groups (−C–OH) are consumed to reduce a greater number of Au ³⁺ iones. Thus, a decrease of C–O signal in AuMt1 confirms that hydroxyl groups participate in the synthesis reaction. High-resolution XPS of O 1s revealed that carbonyl C=O is the most abundant group (Additional file 1:Figure S4 and Table S2). In addition, the content of the C=O group is higher in the AuMt1 sample, which confirms what was previously discussed.

XPS spectra of AuMt1 and AuMt2. un , d Survey spectra, b , e Au4f high resolution, and c , f C1s high resolution

XPS and FTIR indicate that AuMtNPs interact mainly with carbonyl groups (ketones) in addition to hydroxyl groups of Mimosa tannins, saponins, and other molecules that participate in the reduction of Au ³⁺ to Au ⁰ and stabilization of AuMtNPs [63, 67, 68].

Transmission Electron Microscopy

AuMt1 TEM micrographs are shown in Fig. 5a, b and AuMt2 in Fig. 5d, e showing products’ shape distribution. AuMt1 has the biggest diversity in shapes. AuMt shape is determined by the relationship between the variation of metal precursor concentration and Mt extract at a fixed concentration. In this case, NPs were observed without cleaning the extract to observe the interaction that forms around the AuMt. As observed in the micrographs, an extract is placed on the surface; however, NPs are kept dispersed and no aggregation is shown. Figure 5c, f show size distribution for each sample, and AuMt1 have an average size dispersion of 40 nm and AuMt2 of 150 nm.

Size distributions by TEM. un , b , c AuMt1 and d , e , f AuMt2

In Fig. 6a, AuMt TEM micrographs were also analyzed by EDS (Fig. 6b), which showed Au presence. Other chemical elements such as Cl, O, and Ca, on EDS spectrum, come from the extract that surrounds NPs. According to the crystallographic tab (JCPDS file:04-0784), the obtained distances between 2.35 and 2.03 Å (Fig. 6c) correspond to Au crystalline planes (111) and (200).

Nanostructural characterization of AuMt. un TEM, b EDS, c single HRTEM, and FFT and d XRD

X-ray Diffraction (XRD)

Figure 6d shows the characteristic AuMt XRD diffraction peak at 2Ɵ , which are in 38.17, 44.37, 64.81, and 77.66 ^o corresponding with the planes (111), (200), (220), and (311), respectively; these planes correspond with the face-centered cubic Au (space group Fm ³ m, JCPDS File No. 89-3722). High Score Plus and Origin software were used for the analysis [69].

Biological Tests

Cytotoxicity by MTT and Live/Dead Assay

To evaluate AuMt1 and AuMt2 toxicity, tests were performed on HUVEC cells using MTT. Four concentrations and two times for both materials were evaluated. In Fig. 7a, it is observed that at 24 h for AuMt1, cell viability decreases between 10 and 20%, only in concentrations higher than 25 μg/mL. For AuMt2, a similar effect is obtained in cell viability; however, the concentration of 100 μg/mL seems to have no effect on these tests. In Fig. 7b, MTT tests at 48 h for AuMt1 and AuMt2 are shown. For AuMt1, it is easy to notice that concentration with the greatest effect is 50 μg/mL, where the viability drops almost 30% compared to the control. The concentration of 50 μg/mL seems to be the concentration with the highest toxic effect; however, when the obtained data were analyzed, it is found that there is no significant difference between the obtained data on 24 and 48 h, a similar result obtained for 100 and 200 μg/mL, Fig. 7c. For AuMt2, a toxic effect between 20 and 30% is observed only on 100 and 200 μg/mL, while 25 and 50 μg/mL show no significant difference, compared to the observed effect at 24 h, Fig. 7d. This seems to correlate with AuMt2 size growth in s-DMEM (Additional file 1:Figure S2) where at a concentration of 100 μg/mL, they begin to aggregate. In the work published by Chandran et al. [70], they used gold nanoparticles coated with branched polyethyleneimine (BPEI), lipoic acid (LA), and polyethylene glycol (PEG), where they see an important toxicity in HUVEC cells by nanoparticles coated with BPEI, which have sizes of 40 and 80 nm, where viability is between 20 and 30%. When these particles are covered with human serum proteins, it is found that toxicity decreases; this is due to the corona effect. Recently, Zhaleh et al. [71] have reported the biogenic synthesis of 40-nm gold nanoparticles using leaf extracts from Gundelia tournefortii L. planta. Interestingly and in contrast to our results, the authors indicate that MTT cell viability tests for these particles in HUVEC, the cell viability was 95% at 1000 μg/mL; however, they do not establish if the low cytotoxicity is due to the fact that there is no material internalization or if the particles are harmless due to protein corona. In this sense, bioreductive compounds present in Gundelia tournefortii L extract are different from those reported for Mimosa tenuiflora extract (Additional file 1:Figure S3). Thus, the interactions of these two nanoparticle systems with proteins present in FBS are very different, which may explain the differences in cytotoxic responses.

Viability assay using MTT in HUVEC cell. un For 24 h and b 48 h. 0ne-way ANOVA analysis with (*p <0,05). Comparison between 24 and 48 h for c AuMt1 and d AuMt2 with ANOVA analysis with Tukey tests (n.s. no significance and (*p  < 0.05))

As mentioned above, AuMt1at a 50-μg/mL concentration shows the highest toxicity and cellular uptake. We believe that toxicity may be due to the fact that the nanomaterial has a low affinity to s-DMEM proteins, since it has only 16.6% of hydroxyl groups on the surface to promote hydrogen bonding with S-DMEM proteins. The fact that the material toxicity decreases as AuMt1 concentration increases may be due to a cellular detoxification response, like an exocytosis caused by high intracellular content of gold [70]. For AuMt2, the toxicity effect at 100 and 200 μg/mL may be due to nanomaterial agglomeration, which could be attaching to the membrane causing adverse effects for the cells; however, more experiments are required to confirm this hypothesis.

Only one concentration (50 μg/mL) was chosen to be evaluated by live/dead fluorescent dye; this is due to the purpose of confirming the MTT results and later analyzing the metallic NP internalization in HUVEC cells, avoiding a field saturation by NPs. When cells were stained with live/dead fluorescent dye kit, it was found that a large part of the cell population favorably marked for calcein and just a few for ethidium homodimer, indicating that cell culture is viable, as shown in Fig. 8.

Live/dead assay in HUVEC cells. un , d y g with calcein; b , e y h with ethidium homodimer; y c , f y i merge by confocal microscopy

Confocal Laser Scanning Microscopy:Fluorescence of AuMt

In Fig. 9a, d are shown micrographs of AuMt1 and AuMt2 in bright field and in Fig. 9b, e, their corresponding fluorescence, captured by confocal microscopy. Red fluorescence of AuMt (collected emission 650–700 nm) was excited employing 640 nm diode laser, and a mayor size of NPs can be appreciated in AuMt2 sample than AuMt1. In the merge images in Fig. 9c, f, it can be observed how the luminescence comes exclusively from the dark points associated with the NPs. This indicates that the cleaning process effectively removed the extract that is not complexed to the nanomaterial, so there is no background emission. It is interesting to observe that an intense fluorescence of the NPs captured by the confocal system is achieved at a very low excitation power of the laser (below 0.5 mW). So, this NPs system can be fluorescently traced efficiently in cellular systems with little risk of phototoxicity. Some authors have reported fluorescent emission about 610 nm, suggesting intrinsic Au fluorescence [72, 73]. AuNPs emission is related to the core size confinement effect that generates discreet electronic states [74]. However, in our case, the metal surface is covered with flavonoids, which show fluorescence, and when complexing with AuNPs, the fluorescence of both is enhanced. Different authors have reported that fluorescence is largely enhanced by charge transfer from the surface ligands to the metal core via S–Au bonds [75]. It has also been reported that ligands (thiol molecules, DNA oligonucleotides, dendrimers, polymers, peptides, and proteins) affect AuNPs optical and electronic properties since its fluorescent properties can be significantly affected by their surface chemistry [76].

AuMt1 and AuMt2 fluorescence. un , d Bright field. b , e Confocal. c , f Merge

Cellular Internalization

Cells were also analyzed, by confocal microscopy, after 24 h incubation, with AuMt1 and AuMt2 at a concentration of 50 μg/mL. The nucleus is shown in blue color using DAPI Fig. 10a, and the cytoskeleton structure was stained with anti-beta actin in green color Fig. 10b and merge Fig. 10c. The observed micrographs were obtained through 3 different channels on separate tracks, where the excitation wavelengths were 405, 488, and 640 nm for DAPI, anti-beta actin, and AuMt, respectively.

AuMt1 and AuMt2 cellular internalization. un , d y g with DAPI; b , e y h with beta-actin; y c , f y i merge by confocal microscopy

As previously described, cells were also analyzed by confocal microscopy, for AuMt1 and AuMt2 internalization, at a concentration of 50 μg/mL. Confocal micrographs show that AuMt are internalized in HUVEC cells cytosolic space, and many of these particles are surrounding the nucleus, without being internalized in it. When not observing particles in the nucleus, a more meticulous analysis was carried out, by cell orthogonal projection and a 3-D reconstruction. Observing the micrographs of both reconstructions, it is possible to notice that AuMt is distributed differentially. In Fig. 11a, b for AuMt1, it can be observed that a material is dispersed in the cytoplasm, while in AuMt2, the material is concentrated in the nuclear periphery, as shown in Fig. 11c, d. We were not able to find NPs in the nucleus, and this suggests that the nanomaterial has little or no genotoxic potential, since it has no way of interacting with nuclear DNA, which is a quality for a nanocarrier. Efficient cellular uptake depends on NP size, shape, charge, and coating, the parameters that can affect their interactions with cell proteins. The fact that polyphenolic compounds are found on AuMt surface could facilitate the nanomaterial internalization, which would make it a candidate as a possible pharmacological nanocarrier [77,78,79].

Orthogonal projections and 3-D images. un , c AuMt1 and AuMt2 cellular internalization analysis through orthogonal projection and b , d 3-D reconstruction by confocal microscopy

The obtained results for an AuMtNP cellular uptake in HUVEC by a confocal microscopy at 50 μg/mL suggests that AuMt1 interacts with the cells in a greater quantity than AuMt2 in a 3:1 ratio, as seen in Additional file 1:Figures S5–S7. If we consider that protein corona in AuMt1 is 9.1 nm smaller than in AuMt2, we can suggest that AuMt1-efficient internalization by HUVEC cells is given by a combination of factors such as AuMt1 smaller size, the highest absolute value of z potential and the lower thickness of protein corona. This indicates a poor protein coverage that allows partial exposure of the nanoparticle surface, which is rich in extract molecules. Therefore, nanoparticles can interact by means of extract molecules with surface-specific membrane receptors that facilitate the internalization of AuMt1.

Catalytic Tests

Catalysis

Analysis of catalytic reaction was realized to calculate the degradation percentage ( %D) using the Eq. (5):

using the A ₀ absorbance at t  = 0 and A is the absorbance at time t . Langmuir-Hinshelwood equation was used to calculate the slope of the regression plot \( \ln \left(\frac{A}{A_0}\right) \) versus irradiation time [80], which is expressed in Eq. (6) and K is the first-order rate constant of the degradation ratio:

For the analysis of catalytic activity on MB degradation, the absorbance at 660 nm was monitored. Figure 12 shows the AuMt1 and AuMt2 catalytic activity, where a decrease on maximum absorption of MB is observed as time progresses Fig. 12a, d. MB degradation and its conversion to leucomethylene is confirmed by progressive decreases of the absorbance at 292, 614, and 660 nm correspond to MB and by the increase in time of the absorbance at 256 nm associated with leucomethylene. Homogeneous catalysis reaches a 50% MB degradation at 190 s Fig. 12b, while the degradation ratio K for the total process is 8.24 × 10 ⁻³ s to AuMt1 Fig. 11c. AuMt2 reaches a 50% of MB degradation in 400 s, Fig. 12e, and K takes the value of 3.54 × 10 ⁻³ /s, Fig. 12f.

AuMt1 and AuMt2 Catalysis. un , d UV-Vis spectra. b , e Percentage. c , f Ratio of MB degradation

On this way, AuMt1 have a more efficient response than AuMt2. We observed a size-dependent effect (AuMt) in degradation ratio [81], and a total surface area of NPs is inversely proportional to the NP size [37]. Table 2 shows a comparison between different green syntheses of AuNPs and their K obtained in size function.