Electrohilado asistido por hidrogel para recubrimiento conformal de nanofibras en colectores de hidrogel de cartílago auricular 3D

Resumen

El electrohilado es un proceso común y versátil para producir nanofibras y depositarlas sobre un colector como una estera nanofibrosa bidimensional o una disposición macroscópica tridimensional (3D). Sin embargo, los colectores electroconductores 3D con geometrías complejas, que incluyen regiones protruidas, curvas y recesadas, generalmente dificultan un depósito conformal y provocan una cobertura incompleta de las nanofibras electrohiladas. En este estudio, proponemos una fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada sobre un colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D mediante electrohilado asistido por hidrogel. Para mitigar la influencia de las geometrías complejas, aplanamos las partes protruidas del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D aprovechando la flexibilidad del hidrogel. Mediante simulación numérica, demostramos que la técnica propuesta reduce significativamente el campo eléctrico enfocado de manera desigual, causado por las geometrías complejas del colector 3D, aliviando la desviación estándar en más del 70%. Experimentalmente, confirmamos que una estera nanofibrosa electrohilada cubre conformalmente el colector de hidrogel aplanado con un espesor uniforme, lo cual no se logró con el colector de hidrogel original. Dado que este estudio establece la técnica de electrohilado conformal en colectores electroconductores 3D, contribuirá a diversos estudios relacionados con el electrohilado, incluyendo ingeniería tisular, administración de fármacos/células, filtros ambientales y textiles.

Introducción

El electrohilado es una técnica eficaz y versátil para fabricar nanofibras y sus ensamblajes, que ha sido ampliamente estudiada en las últimas décadas [1]. Debido a sus propiedades únicas como alta porosidad, alta relación superficie-volumen y estructura que imita la matriz extracelular [2], las nanofibras electrohiladas y sus ensamblajes han generado un interés sustancial en diversos campos de investigación, incluyendo textiles [3], filtros ambientales [4,5,6], baterías [7] y andamios de ingeniería tisular [8,9,10]. Sin embargo, el movimiento caótico de las nanofibras electrohiladas debido a la inestabilidad por flexión ha dificultado el control preciso en la construcción de ensamblajes de nanofibras, creando generalmente esteras nanofibrosas 2D aleatoriamente entrelazadas [11]. Los avances recientes en el proceso de electrohilado han expandido el rango de los ensamblajes de nanofibras desde una estera nanofibrosa 2D plana hasta una macroestructura nanofibrosa 3D [12,13,14,15]. Con técnicas de fabricación de andamios nanofibrosos 3D, incluyendo electrohilado con plantillas 3D, apilamiento de películas nanofibrosas e hilado centrífugo [13,14,15,16], se han fabricado diversas macroestructuras nanofibrosas 3D, incluyendo formas tubulares huecas [17], geometrías 3D complejas moldeadas [18] y andamios nanofibrosos con forma de tejidos nativos [19]. Estas macroestructuras nanofibrosas 3D se han convertido en un tema de creciente interés, particularmente en ingeniería tisular, debido a que no solo poseen una estructura nanofibrosa biomimética sino que también imitan la macroestructura 3D de tejidos nativos [20, 21]. Como resultado, diversas investigaciones han llevado a una mejora en las funciones estéticas y de rendimiento de los ensamblajes nanofibrosos 3D [22, 23].

Entre diversas técnicas de electrohilado 3D, incluyendo hidrólisis, técnicas de formación de gas, enrollado, plegado y colector electroconductor 3D, el electrohilado sobre un colector electroconductor 3D proporciona una forma sencilla de ensamblar nanofibras electrohiladas en una macroestructura nanofibrosa 3D sin ningún post-procesado [24,25,26,27]. Las geometrías complejas del colector electroconductor 3D, como una gran curvatura o una forma recesada, permiten producir esteras nanofibrosas alineadas o macroestructuras nanofibrosas 3D esponjosas [28]. Sin embargo, dichas geometrías complejas, al mismo tiempo, dificultan el depósito de nanofibras electrohiladas en la región recesada del colector y causan una cobertura incompleta del colector electroconductor 3D. Por tanto, ha sido muy difícil replicar las geometrías complejas de un colector electroconductor 3D en una estera nanofibrosa 3D. Considerando que dicha cobertura incompleta podría causar degradación de funcionalidades como la eficiencia de filtrado y las propiedades mecánicas, es necesario desarrollar una técnica que replique la forma de un colector electroconductor 3D con alta complejidad en una macroestructura nanofibrosa 3D para ampliar la aplicación de los ensamblajes de nanofibras electrohiladas.

En este estudio, proponemos una fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada que replica la forma de un colector electroconductor 3D con geometrías complejas. Como ejemplo representativo del colector electroconductor 3D, seleccionamos un colector con forma de cartílago auricular 3D para la fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada debido a sus geometrías complejas. En un estudio previo, sugerimos un hidrogel, que posee iones móviles suficientes para generar el campo eléctrico como un colector metálico, como colector electroconductor para electrohilado [29]. Aquí, utilizamos la flexibilidad de un colector de hidrogel para depositar conformal y uniformemente nanofibras electrohiladas sobre el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D. A diferencia de un colector metálico, el colector de hidrogel puede aplanarse debido a la flexibilidad del hidrogel y, de este modo, generar un campo eléctrico uniforme para depositar uniformemente nanofibras en toda la superficie del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D. Además, la resistencia mecánica del hidrogel podría ajustarse a la del tejido nativo encontrando un hidrogel apropiado. Seleccionamos alginato y gelatina como materiales de hidrogel debido a su excelente biocompatibilidad [30, 31]. Al mezclar alginato y gelatina, pudimos alcanzar propiedades mecánicas similares al cartílago auricular nativo [32]. Investigamos numéricamente la influencia del aplanamiento del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D en la fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada sobre el colector. Finalmente, confirmamos la fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D midiendo el espesor de la estera nanofibrosa electrohilada en varias posiciones, incluyendo hélice, antihelice, escapa y antitragus.

Materiales y Métodos

Materiales

La base de elastómero de silicona Sylgard® 184 de monómero de polidimetilsiloxano (PDMS) y el endurecedor de elastómero de silicona Sylgard® 184 del agente de curado se adquirieron de Dow Corning (EE. UU.). Filamentos de ácido poliláctico (PLA) se obtuvieron de Snapmaker (EE. UU.). Gelatina de piel bovina, sal sódica de ácido algínico, cloruro de calcio dihidratado (≥ 99%), policaprolactona (PCL, Mw 80000) y cloroformo (≥ 99.5%) se prepararon de Sigma Aldrich (EE. UU.). Agua desionizada y alcohol metílico (≥ 99.5%) se obtuvieron de Samchun Chemical Co., Ltd. (Corea del Sur). Todos los materiales se utilizaron sin purificación adicional.

Fabricación de un molde negativo de PDMS de la plantilla 3D con forma de cartílago auricular

El archivo CAD de la plantilla 3D con forma de cartílago auricular con dimensiones de 70 (longitud) × 20 (ancho) × 1.1 mm (espesor) se obtuvo a través del sitio web Turbosquid y se modificó en 3DS Max. La plantilla 3D con forma de cartílago auricular se imprimió luego mediante una impresora 3D (A150, Snapmaker, EE. UU.). El monómero de PDMS y el agente de curado se mezclaron en una proporción de 10:1. La mezcla de PDMS sin curar se agitó manualmente durante 5 min para una mezcla uniforme y luego se desgasificó en una cámara de vacío hasta que desaparecieron todas las burbujas de aire visibles. Cuando todas las burbujas de aire desaparecieron, la mezcla de PDMS sin curar se vertió en una bandeja de pesaje desechable, y la plantilla 3D con forma de cartílago auricular en la bandeja se sumergió completamente en la mezcla de PDMS. La bandeja se colocó en el horno y se curó a 50 °C durante 24 h. Tras el curado, la bandeja se cortó por la mitad y se retiró la plantilla 3D con forma de cartílago auricular para obtener un molde negativo de PDMS.

Preparación de un hidrogel de alginato-gelatina

Se prepararon cuatro hidrogeles de alginato-gelatina con diferentes proporciones de peso (Tabla 1). La gelatina se disolvió en agua a 50 °C mediante agitación magnética a 300 rpm durante 1 h. Luego se añadió el alginato y se mezcló manualmente durante 5 min. A continuación, la solución de gel de alginato-gelatina se vertió en el molde negativo de PDMS. La solución de gel de alginato-gelatina se reticuló iónicamente durante 2 h en una solución de cloruro de calcio al 10% p/p. Después, un hidrogel de alginato-gelatina se separó del molde negativo de PDMS y se utilizó como colector electroconductor para electrohilado.

Ensayo mecánico de un hidrogel de alginato-gelatina

Los hidrogeles de alginato-gelatina se prepararon con la forma de un espécimen ASTM D638 Tipo IV para medir las propiedades mecánicas mediante ensayo de tracción. Cada espécimen de hidrogel preparado se cargó en una máquina de ensayo universal (QM100S, QMESYS, Corea del Sur). El ensayo de tracción se realizó bajo un desplazamiento constante a una velocidad de 10 mm min⁻¹. El módulo elástico y la resistencia a la tracción última (UTS) del espécimen se calcularon a partir de la curva tensión-deformación.

Fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada

PCL (7.5%, p/v) se disolvió en cloroformo-metanol (3:1) con agitación durante 6 h. Una solución de PCL se colocó en una jeringa plástica de 3 mL, y una bomba de jeringa (NE-1000, New Era Pump Systems, Inc., EE. UU.) eyectó la solución de PCL a través de una aguja metálica con un caudal de 0.4 mL h⁻¹. El colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D de hidrogel de alginato-gelatina con proporción de 25:75, denominado A25G75, se colocó sobre un sustrato plano de polimetilmetacrilato (PMMA), y el sustrato PMMA se ubicó a 20 cm por debajo de la aguja metálica. Para el electrohilado, se aplicó un alto voltaje de 19 kV (HV30, NanoNC Co., Ltd., Corea del Sur) entre una aguja metálica de calibre 23 con un diámetro interno de 0.6 mm y el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D a temperatura ambiente y humedad controlada de aproximadamente 40-50%. Para depositar conformalmente la estera nanofibrosa electrohilada en toda la superficie del colector de hidrogel, aplanamos la parte externa del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D. Tras fabricar una estera nanofibrosa electrohilada en un lado del colector de hidrogel, este se volteó para fabricar la estera nanofibrosa electrohilada en la otra superficie del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D.

Caracterización de una estera nanofibrosa electrohilada

La nanoestructura de una estera nanofibrosa electrohilada en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D se observó mediante microscopía electrónica de barrido (MEB; Supra 25, Carl Zeiss, Alemania), y los diámetros de las nanofibras se midieron en la imagen de MEB mediante ImageJ. Para la medición del espesor, una estera nanofibrosa electrohilada con el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D se sumergió en la mezcla de monómero de PDMS y agente de curado en una proporción de peso de 10:1. Luego, el PDMS con la estera nanofibrosa electrohilada se curó en un horno de secado a una temperatura moderada de 50 °C durante 24 h. La estera nanofibrosa electrohilada incrustada en PDMS se seccionó transversalmente, y el espesor de la estera nanofibrosa electrohilada se midió basándose en la imagen de sección transversal capturada por un microscopio (Olympus BX53F2, Olympus, Japón).

Simulación numérica

El campo eléctrico desarrollado entre la aguja metálica y el colector se simuló numéricamente mediante el software COMSOL Multiphysics v5.0 (COMSOL, EE. UU.). Se utilizaron tres colectores modelo con forma de cartílago auricular hechos de cobre, PLA e hidrogel para la simulación numérica. El colector 3D con forma de cartílago auricular se simplificó como una geometría de sección transversal 2D. Un cable de tierra metálico se conectó al colector 3D con forma de cartílago auricular. Otros parámetros geométricos se designaron como los valores reales del proceso de electrohilado conformal: (1) distancia entre la aguja metálica y el colector modelo de 20 cm y (2) voltaje eléctrico aplicado de 19 kV. El colector de hidrogel, que era el hidrogel de alginato-gelatina, se modeló basándose en la densidad de carga espacial del fluido intersticial del hidrogel. Los iones móviles en el fluido intersticial pueden describirse mediante la ecuación de Boltzmann, resultando en la densidad de carga espacial ρ(x), como sigue [33]:

$${\rho }\left({x}\right)=-2e{c}_{0}\,\mathrm{sinh}\left(\frac{e}{{k}_{B}T}{\phi }\left(x\right)\right),$$ (1)

donde \(e\) es la carga del electrón, \({c}_{0}\) es la concentración del electrolito, \({k}_{B}\) es la constante de Boltzmann, \(T\) es la temperatura, y \(\phi\) es el voltaje eléctrico. La constante dieléctrica del colector de hidrogel se estableció en 70 [34]. Para trazar la dirección del campo eléctrico, se dibujó una línea de referencia \(l\left(\mathrm{x}\right)\) de 10 mm a 10 mm por encima de la región recesada del colector 3D con forma de cartílago auricular.

Análisis estadístico

Los análisis estadísticos se realizaron mediante análisis ANOVA unidireccional usando el software MINITAB v17.1.0 (MINITAB. LCC, EE. UU.). La significancia estadística se consideró si el \(p\)-valor es menor que 0.05.

Resultados y Discusión

Electrohilado asistido por hidrogel

La Figura 1 esquematiza la fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D. La Figura 1a muestra que la plantilla 3D con forma de cartílago auricular se imprimió mediante una impresora 3D de modelado por deposición fundida (FDM). Como el proceso de fabricación conformal utilizó la impresora 3D, la estructura impresa puede diseñarse libremente y cambiarse fácilmente para adaptarse a una forma altamente complicada, como el cartílago auricular. Además, se podrían obtener estructuras de mayor resolución adoptando impresoras 3D de estereolitografía (SLA) o procesamiento digital de luz (DLP), que logran mejor resolución mediante fotopolimerización en comparación con la impresora 3D FDM. La Figura 1b muestra el molde negativo de PDMS que replicó la plantilla 3D con forma de cartílago auricular hecha por impresión 3D. La Figura 1c muestra el colector de hidrogel de alginato-gelatina con la forma de cartílago auricular al replicar el molde negativo de PDMS. La Figura 1d muestra la fabricación conformal de la estera nanofibrosa electrohilada en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D. Cuando colocamos el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D sobre un sustrato plano, la hélice del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D no contactaba con el sustrato plano inferior y estaba separado del sustrato debido a las geometrías complejas del cartílago auricular, lo que inducía una diferencia de altura entre la hélice, la escapa y la antihelice del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D. Generalmente, la diferencia de altura debido a la parte protruida de un colector electroconductor 3D impide una fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada en el colector electroconductor 3D. Esto se debe a que la parte protruida del colector electroconductor 3D atrae la mayoría de las nanofibras electrohiladas y dificulta el depósito de las nanofibras en la parte inferior del colector electroconductor 3D [35, 36]. Para reducir la influencia de las geometrías complejas del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D, aplanamos la parte protruida del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D contra el sustrato plano inferior aprovechando la flexibilidad del hidrogel. Después, al realizar electrohilado en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D, la estera nanofibrosa electrohilada se depositó conformalmente en toda la superficie del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D. Finalmente, el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D aplanado con la estera nanofibrosa electrohilada volvió a su forma original de cartílago auricular. Esta restauración a la forma original fue posible porque el aplanamiento del colector de hidrogel se realizó en la región de deformación elástica y la estera nanofibrosa tiene una influencia despreciable en la propiedad mecánica del colector de hidrogel con la estera nanofibrosa debido a su menor espesor comparado con el del colector de hidrogel.

Fabricación y evaluación de la propiedad mecánica del hidrogel de alginato-gelatina

La Figura 2a muestra la plantilla 3D con forma de cartílago auricular impresa con filamentos de PLA. El PLA tiene propiedades mecánicas suficientes y una alta temperatura de fusión (~ 130 °C), adecuada para el moldeo de PDMS manteniendo la forma original de la oreja. El molde negativo de PDMS se muestra en la Fig. 2b. El PDMS se seleccionó como material de molde debido a su flexibilidad requerida para el desmoldeo de geometrías complejas del colector de hidrogel. El colector de hidrogel de alginato-gelatina en la Fig. 2c muestra la estructura compleja de la oreja, como hélice, escapa y antihelice. Para revelar la amplia selección de las propiedades mecánicas del colector de hidrogel de alginato-gelatina, preparamos 4 especímenes para el ensayo mecánico con diferentes proporciones de mezcla de alginato y gelatina. La Figura 2d, e muestra la curva tensión-deformación y el módulo de Young, respectivamente, según la proporción de los materiales de hidrogel. La Figura 2d muestra que el espécimen hecho de gelatina pura mostró la menor resistencia mecánica, y al aumentar el contenido de alginato, la resistencia mecánica de la mezcla alginato-gelatina aumentó linealmente. En la Fig. 2e, el módulo de Young del hidrogel de alginato-gelatina varió de 0.04 MPa a 5.53 MPa. En el caso de gelatina pura, denominada A0G100, el espécimen exhibió el módulo de Young más bajo de 0.04 ± 0.01 MPa y, por tanto, fue difícil de retener su forma durante el electrohilado. Por el contrario, el espécimen de alginato puro, denominado A100G0, tuvo el módulo de Young más alto de 5.53 ± 0.77 MPa, capaz de mantener su forma durante el electrohilado. Los especímenes A50G50 y A25G75, que son la mezcla de alginato y gelatina, exhibieron módulo de Young de 2.10 ± 0.45 MPa y 1.35 ± 0.03 MPa, respectivamente. En particular, considerando el cartílago auricular como objetivo, el módulo de Young del espécimen A25G75 estaba dentro del rango del módulo de Young (1-2 MPa) del cartílago auricular nativo, que se muestra como la región gris en la Fig. 2e. Basándonos en estos resultados, la proporción A25G75 se utilizó para el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D.

Fabricación de la estera nanofibrosa en un colector de hidrogel de alginato-gelatina

Para investigar el comportamiento de depósito de nanofibras electrohiladas en el colector de hidrogel de alginato-gelatina, realizamos una simulación numérica de campo eléctrico con tres tipos de colectores: un colector de cobre, un colector de PLA y un colector de hidrogel de alginato-gelatina. El depósito de nanofibras electrohiladas se determinó generalmente por la interacción entre la carga de las nanofibras electrohiladas y el campo eléctrico. En este sentido, la simulación del campo eléctrico se ha utilizado para comprender el depósito de nanofibras electrohiladas en el colector. En el resultado de la simulación con el colector de PLA, como se muestra en la Figura S1b, dado que la mayor parte del campo eléctrico se concentraba hacia el cable de tierra, se esperaba que las nanofibras electrohiladas no se depositaran en la superficie del colector de hidrogel. En cambio, en el resultado de la simulación con el colector de hidrogel de alginato-gelatina mostrado en la Figura S1c, el campo eléctrico se enfocó a lo largo de toda la superficie del colector de hidrogel de alginato-gelatina, como un colector de cobre (Archivo adicional 1: Figura S1a). A partir de este resultado de simulación, esperábamos que las nanofibras electrohiladas se depositarían mayoritariamente en la superficie del colector de hidrogel de alginato-gelatina. Esto se debe a que el colector de hidrogel tiene una conductividad eléctrica suficiente debido a los iones móviles en el hidrogel y generó un campo eléctrico uniforme hacia el colector, como un colector metálico. Sin embargo, el colector de PLA, que es un material dieléctrico, no pudo atraer suficientemente el campo eléctrico, y así, el campo eléctrico se atrajo hacia el cable de tierra, no hacia el colector de PLA. Estos resultados de simulación se confirmaron mediante electrohilado en el colector de PLA y de hidrogel de alginato-gelatina y comparando los espesores de una estera nanofibrosa electrohilada (Archivo adicional 1: Figura S1d). Similar a los resultados de simulación con el colector de PLA, la mayoría de las nanofibras electrohiladas se colocaron en un cable de tierra y la parte de la hélice del colector de PLA. En las ubicaciones excluyendo el cable de tierra y la parte de la hélice, las nanofibras electrohiladas en la superficie del colector de PLA se apilaron en escala micrométrica o menos. Por el contrario, los espesores de una estera nanofibrosa electrohilada depositada en la hélice se midieron para los colectores de PLA y de hidrogel de alginato-gelatina para comparar el depósito de nanofibras según el tipo de colector, y los espesores de la estera nanofibrosa en cada colector fueron 3.09 ± 0.37 µm y 33.24 ± 2.43 µm, respectivamente (Archivo adicional 1: Figura S1d). En el caso del colector de PLA mostrado en el Archivo adicional 1: Figura S1b, un campo eléctrico se enfocó principalmente en la tierra, y las nanofibras electrohiladas se depositaron más de 10 veces más delgadas en el colector de PLA que en el colector de hidrogel para el mismo tiempo de electrohilado. Dado que el PLA tenía una constante dieléctrica mucho menor comparada con el hidrogel a temperatura ambiente, el campo eléctrico no pudo concentrarse principalmente en el colector mismo, y así, las nanofibras se depositaron en otro lugar, como la tierra. A partir de este resultado y nuestro estudio previo, se confirma que el colector de hidrogel podía recoger suficientemente el campo eléctrico, y así, las esteras nanofibrosas se depositaron más gruesas en el colector de hidrogel comparado con el colector de PLA. Este resultado implica que el hidrogel de alginato-gelatina es un colector eficaz para nanofibras electrohiladas durante el electrohilado. A continuación, confirmamos que el colector de hidrogel de alginato-gelatina podía producir nanofibras a nanoescala durante el electrohilado. La estera nanofibrosa electrohilada en el colector de hidrogel de alginato-gelatina se muestra en la Fig. 3a con la cobertura incompleta de nanofibras electrohiladas en la superficie del colector. La Figura 3b muestra una imagen de MEB amplificada de nanofibras electrohiladas en el colector de hidrogel de alginato-gelatina. A partir de la imagen de MEB, se confirmó una alta relación de aspecto con espesor de nanofibras a nanoescala y longitud de nanofibras a microescala. Tampoco se encontraron defectos como burbujas que puedan llevar a errores al medir el espesor de nanofibras, y no hubo diferencia significativa en la variación del espesor. A partir de estos resultados, creemos que el electrohilado con las condiciones mencionadas se llevó a cabo de forma continua. El diámetro promedio de las nanofibras electrohiladas fabricadas en el colector de hidrogel de alginato-gelatina fue 564 ± 153 nm, y la mayoría de las nanofibras tienen diámetros que van de 400 a 600 nm en la Fig. 3c. A partir de la imagen de MEB, las nanofibras electrohiladas mostraron una alta relación de aspecto con un diámetro a nanoescala y una longitud a microescala. Por tanto, esta técnica de electrohilado podría considerarse como un proceso de preparación de fibras continuas.

Como se muestra en la Fig. 3a, observamos que la estera nanofibrosa electrohilada no ha cubierto completamente el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D, particularmente en la escapa, la región recesada entre la hélice y la antihelice. Este resultado indicó que había espacios vacíos en la estera nanofibrosa electrohilada. Además, las nanofibras electrohiladas no se depositaron conformalmente en toda la superficie sino suspendidas en una configuración alineada, lo cual se observó en el método de brecha inclinada [28]. No solo para la forma del cartílago auricular, las geometrías complejas del colector electroconductor 3D, como protrusión o alta curvatura, generalmente causarían una cobertura incompleta de una estera nanofibrosa electrohilada en la superficie del colector.

Simulación numérica de la fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D

Para lograr la fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada en el colector electroconductor 3D, utilizamos la flexibilidad del colector de hidrogel, que no se lograría generalmente con un colector metálico. La flexibilidad del colector de hidrogel le permitió alterar la forma del colector, reduciendo así la diferencia de altura y aplanando el colector de hidrogel. En primer lugar, confirmamos numéricamente la fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D. La Figura 4a-(i) muestra la configuración del proceso de electrohilado con el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D. Considerando que las nanofibras electrohiladas eran difíciles de depositar en la región recesada del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D, destacamos la región recesada entre la hélice y la antihelice con una sección transversal 2D del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D como se muestra en la Fig. 4a-(ii). La hélice estaba inclinada en un ángulo alrededor de 60° respecto al sustrato inferior, formando así la región recesada entre la hélice y la antihelice. Para aliviar dicha región recesada, redujimos el ángulo doblando la hélice del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D aprovechando la flexibilidad del colector de hidrogel, a diferencia de un colector metálico. Los resultados de la simulación numérica con diferentes ángulos de flexión de 0°, 30° y 60° se muestran en la Fig. 4b-(i), b-(ii) y b-(iii), respectivamente. La Figura 4b-(iv) muestra el ángulo del campo eléctrico a lo largo de la línea imaginaria para tres casos. Los valores promedio en el ángulo del campo eléctrico con líneas imaginarias fueron 79.56°, 79.39° y 77.26° con los ángulos de flexión de 0°, 30° y 60°, respectivamente, mostrando un ángulo sesgado sin variación significativa entre cada caso. Dicho ángulo sesgado fue causado porque la región recesada entre la hélice y la antihelice era la parte izquierda del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D, como se muestra en la Fig. 4a-(i). En el caso de la desviación del ángulo del campo eléctrico, el caso del ángulo de flexión de 0° mostró una desviación de 8.23° a lo largo de la línea de referencia \(l(\mathrm{x})\). En cambio, al doblar la hélice a 60°, la desviación del ángulo del campo eléctrico se redujo enormemente a 2.36°, lo que fue más del 70% aliviado desde la desviación del ángulo del campo eléctrico causada por flexión de 0°. Tal gran desviación de ángulo para el caso del ángulo de flexión de 0° se atribuiría al campo eléctrico enfocado hacia la hélice protruida, lo que resultó en la deposición concentrada de nanofibras electrohiladas en la hélice y, por tanto, dificultó la fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D. La reducción de la desviación del ángulo al doblar la hélice alivió dicho campo eléctrico concentrado, y por tanto, doblar la hélice se espera que permita el depósito conformal de nanofibras electrohiladas en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D.

Fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D

Para lograr la fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D, el colector de hidrogel debería aplanarse siguiendo el resultado de la simulación. En este estudio, aplanamos el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D para doblar la hélice. La hélice y las partes externas se aplanaron con fijaciones metálicas, como se muestra en la Figura S2b. El colector de hidrogel recubierto de nanofibras puede volver a su forma original cuando se deforma en la región de deformación elástica del hidrogel. Esto se debe a que la estera nanofibrosa tiene una influencia despreciable en la propiedad mecánica del colector de hidrogel recubierto de fibras debido a su menor espesor comparado con el del colector de hidrogel. El colector de hidrogel se deformó en la región de deformación elástica, y así, el colector de hidrogel recubierto de nanofibras pudo restaurar su forma original. Después, se realizó electrohilado en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D original y aplanado. Las imágenes de sección transversal del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D original y aplanado después del electrohilado se muestran en la Fig. 5a-(i), (ii).

En el caso del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D original, las nanofibras electrohiladas estaban suspendidas entre la hélice y la antihelice, no depositadas en la escapa del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D. Cuando el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D se aplanó, una estera nanofibrosa electrohilada cubrió completamente la hélice, la escapa y la antihelice. Especialmente, las nanofibras electrohiladas pudieron depositarse en la región recesada entre la hélice y la antihelice, lo cual no fue posible sin aplanar el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D. La dramática diferencia de espesor entre la estera nanofibrosa electrohilada en el colector de hidrogel original y aplanado se muestra en la Fig. 5b. El menor espesor de la estera nanofibrosa electrohilada en el colector de hidrogel original mostró el depósito retardado en la región recesada, mientras que el colector de hidrogel aplanado pudo atraer una cantidad suficiente de nanofibras electrohiladas en la región recesada. Con este resultado, las nanofibras electrohiladas se depositaron conformalmente en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D incluso con geometrías complejas, como hélice y antihelice, al aplanar el colector.

Por último, confirmamos la uniformidad de una estera nanofibrosa electrohilada en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D aplanado (Fig. 6). La Figura 6a muestra que una estera nanofibrosa electrohilada pudo cubrir completamente el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D sin mostrar ningún vacío para el caso del colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D original. La Figura 6b muestra el espesor de la estera nanofibrosa electrohilada depositada en la hélice (54.58 ± 3.99 µm), la antihelice (55.40 ± 1.17 µm), el antitragus (53.05 ± 1.39 µm) y la escapa (51.49 ± 1.24 µm), donde las nanofibras no se depositaron con el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D original. Como resultado del electrohilado con un colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D aplanado, pudimos confirmar que la estera nanofibrosa electrohilada se depositó conformal y uniformemente en el colector de hidrogel. Además, basándonos en los resultados del estudio previo de electrohilado asistido por hidrogel, estamos convencidos de que el espesor de las esteras nanofibrosas conformales 3D fabricadas podría controlarse aprovechando un colector de hidrogel. Como perspectiva futura, dado que el hidrogel con forma de cartílago auricular 3D con esta estera nanofibrosa poseía propiedades mecánicas similares a las del cartílago auricular nativo y tiene una nanoestructura biomimética, se podría esperar que se aplicara como implante de cartílago auricular artificial. Considerando la utilización en ingeniería tisular, la carga residual en la estera nanofibrosa no debería descuidarse, ya que podría influir en el comportamiento celular. Creemos que esta fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada es un trabajo pionero para producir una membrana nanofibrosa 3D, y así, podría utilizarse en una amplia gama de aplicaciones sugiriendo un nuevo tipo de ensamblajes de nanofibras como andamio 3D que imita tejido nativo y membrana porosa 3D para filtrado eficiente.

Conclusiones

En resumen, desarrollamos la fabricación conformal de una estera nanofibrosa electrohilada en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D que tiene la región recesada. Como resultado, la estera nanofibrosa en el colector de hidrogel con forma de cartílago auricular 3D se produjo con la forma totalmente replicada del colector. Lo más importante, la utilización de la flexibilidad del colector de hidrogel permitió ajustar la región recesada del colector, y así, una estera nanofibrosa electrohilada se depositó conformalmente con espesor uniforme en toda la superficie del colector, lo cual no se cubriría con el electrohilado convencional. Dado que esta técnica de fabricación conformal sería compatible con una variedad de materiales de hidrogel, esta técnica podría ser una técnica más versátil y eficaz para fabricar esteras nanofibrosas conformales en diversos campos de la ingeniería tisular, administración de fármacos/células, textiles y baterías.

Disponibilidad de Datos y Materiales

Todos los datos que apoyan las conclusiones de este artículo están incluidos dentro del artículo y el documento suplementario.

Abreviaturas

3D:

Tridimensional

PDMS:

Polidimetilsiloxano

PLA:

Ácido poliláctico

PCL:

Policaprolactona

PMMA:

Polimetilmetacrilato

MEB:

Microscopía electrónica de barrido

FDM:

Modelado por deposición fundida

SLA:

Estereolitografía

DLP:

Procesamiento digital de luz

A100G0:

Alginato puro

A0G100:

Gelatina pura

A50G50:

Alginato/gelatina = 50:50

A25G75:

Alginato/gelatina = 25:75